Modul Prak

Date post:01-Oct-2015
Category:
View:123 times
Download:13 times
Share this document with a friend
Description:
modul prak
Transcript:
  • PENUNTUN PRAKTIKUM

    MIKROBIOLOGI DASAR

    Disusun oleh :

    Dra. Hj. Dewi Rusmiati

    Dra. Hj. Sulistianingsih, M. Kes

    Dr. Tiana Milanda, M.Si.

    Sri Agung Fitri Kusuma, M.Si.

    Tina Rostinawati, M.Si.

    Dr. Med. Melisa Intan Barliana

    UNIVERSITAS PADJADJARAN

    FAKULTAS FARMASI

    LABORATORIUM MIKROBIOLOGI

    JATINANGOR

    2015

  • KATA PENGANTAR

    Penuntun Praktikum Mikrobologi Dasar ini disusun sebagai penuntun

    bagi para mahasiswa dalam melakukan praktikum Mikrobiologi Dasar di

    FakuItas Farmasi Universitas Padjadjaran. Tujuan utamanya adalah membantu

    para mahasiswa Farmasi dalam mempelajari teknik dan prosedur dasar

    laboratorium mikrobiologi.

    Materi praktikum Mikrobiologi Dasar meliputi pengenalan mikroskop,

    tcknikpewarnaan, penyiapan alat dan media, pengenalan berbagai sifat fisiologis

    bakteri sertacara identifikasi bakteri. Materi-materi tersebut disusun dari

    berbagai buku Mikrobiologi Dasar, baik teori maupun penuntun praktikum.

    Penyusun menyadari bahwa buku ini masih jauh dari sempurna, namun

    demikian diharapkan tetap dapat membantu mahasiswa atan siapa saja yang

    berminat pada bidang mikrohiologi. Akhir kata, tegur sapa dan koreksi untuk

    perbaikan buku kami sangat harapkan.

    Jatinangor, 2015

    Penyusun

  • TATA TERTIB DAN BENTUK LAPORAN

    TATA TERTIB LABORATORIUM

    Untuk mencegah kontaminasi alat dan bahan serta melindungi diri dari

    kecelakaan di laboratorium, para mahasiswa diwajibkan mematuhi tata tertib

    laboratorium sebagai berikut :

    1. Baca dan pelajari praktikum yang akan dikerjakan, sebelum memasuki

    laboratorium.

    2. Letakkan tas dan benda-benda lain yang tidak diperlukan di tempat yang

    tersedia. Gunakan jas laboratorium selama bekerja di laboratorium.

    3. Bersihkan meja laboratorium dengan desinfektan sebelum dan sesudah

    praktikum.

    4. Cuci tangan dengan air dan sabun sebelum dan sesudah praktikum.

    5. Jangan makan, minum atau merokok di laboratorium. Jauhkan tangan dan

    mulut, hidung dan telinga selama praktikum.

    6. Perlakukan semua mikroorganisme sebagai patogen (mampu menimbulkan

    penyakit) Tidak diperkenankan membawa keluar biakan mikroorganisrne dari

    laboratorium.

    7. Usahakan biakan mikroorganisme tidak tercecer dan tidak tercampur dengan

    mikroorganisme lain. Jika tercecer, tuangkan desinfektan di atasnya, biarkan

    beberapa menit, lalu bersihkan dengan kertas isap. Jika tabung berisi

    mikroorganisme pecah, tuangkan desinfektan ke atasnya, biarkan beberapa

    menit, buang ke tempat sampah.

    8. Jika mahasiswa terkontaminasi atau terluka, hubungi segera asisten

    laboratorium.

    9. Ose harus disterilkan dengan memijarkan seluruh kawatnya sebelum dan

    sesudah digunakan.

    10. Jika pipet yang sama digunakan lebih dan satu kali, letakkan pada penyangga

    rak tabung reaksi.

    11. Api pada pembakar spirtus harus dimatikan, jika tidak digunakan.

    12. Biakan yang sudah tidak diperlukan harus diserahkan kepada asisten.

    13. Kaca obyek, kaca penutup dan pipet direndam dalam larutan yang berisi

    desinfektan, lalu dicuci dengan air dan sabun. Labu ukur, erlenmeyer dan beker

    glass dbasuh dengan desinfektan, lalu dicuci dengan air dan sabun. Tabung

    reaksi dan cawan petri diletakkan dalam panci berisi air, rebus sampai mendidih.

    lalu cuci dengan air dan sabun.

    1 4. Bersihkan lensa-lensa mikroskop menggunakan kapas dan xylene.

    15. Rapihkan kembali laboratorium tempat anda bekerja.

  • BENTUK LAPORAN

    A. PENGAMATAN MIKROSKOPIS

    Semua pengamatan mikroskopis harus digambarkan dan diwarnai sesuai

    dengan pengamatan di bawah mikroskop, pada buku gambar khusus. Setiap halaman

    diberi garis pinggir lalu dibagi menjadi 2 bagian. Setiap bagian diperuntukkan untuk 1

    pengamatan. Pada bagian atas, dituliskan :

    - Nomer dan nama kegiatan

    - Tanggal pengamatan

    - Zat kimia (yang dipakai)

    - Sampel (mikroorganisme)

    Hasil pengamatan digambarkan dalam sutui zona lingkaran dan diberi

    keterangan yang diperlukan. Buku gambar dikumpulkan dan diperiksa pada tengah

    semester.

    B. LAPORAN

    Kegiatan selain pengamatan mikroskopis, diwajibkan untuk diserahkan dalam

    bentuk laporan praktikum. Laporan dibuat oleh masing-masing kelompok praktikan

    dengan format sebagai berikut:

    1. Cover laporan, terdiri dari nomor dan nama kegiatan, fnama dan nomor induk

    mahasiswa serta nama laboratorium tempat prakikum berlangsung.

    2. Format dalam, terdiri dari :

    - tujuan

    - teori singkat

    - alat dan bahan

    - prosedur kerja

    - data pengamatan dan hasil perhitunan

    - pembahasan

    - kesimpulan dan saran

    - daftar pustaka

    - Laporan dapat ditik maupun ditulis tangan (rapih).

    - Laporan harus diserahkan 1 minggu setelah praktikum tersebut berlangsung.

    - Perpindahan jam/hari praktikum hanya boleh dilakukan atas seizin Kepala

    Laboratorium Mikrobiologi Dasar.

    - Mahasiswa yang mengikuti praktikum kurang dari 80% atau tidak menyerahkan

    hasil pengamatan mikroskopis dan laporan, tidak diperkenankan mengikuti

    ujian praktikum.

  • Berbagai prosedur umum kerja dalam mikrobiologi yang membutuhkan teknik

    Gambar 1

  • Saran saran Kerja Aseptis :

    1. Sebelum membuka ruangan atau bagian steril di dalam

    tabung/cawan/Erlenmeyer sebaiknya bagian mulut (bagian yang

    memungkinkan kontaminan masuk) dibakar/dilewatkan api terlebih dahulu.

    2. Pinset, batang pengaduk dll dapat disemprot dengan alcohol 70% terlebih

    dahulu lalu dibakar.

    3. Ujung jarum inoculum yang sudah dipijarkan harus ditunggu dingin dahulu atau

    dapat ditempelkan tutup cawan bagian dalam untuk mempercepat transper

    panas yang terjadi.

    4. Usahakan bagian alat yang diharapka dalam kondisi steril didekatkan ke

    bagian api.

    5. Jika kerja di Safety Cabinet tidak perlu memakai pembakar Bunsen tetapi jika

    kerja di luar Safety Cabinet maka semakin banyak sumber api maka semakin

    terjamin kondisi aseptisnya.

  • KEGIATAN I

    MIKROSKOP MEDAN TERANG

    TUJUAN

    Memperkenalkan prinsip-prinsip penting Mikroskopi cahaya, bagian-bagian

    mikroskop majemuk, penanganan dan pemeliharaan serta penggunaan mikroskop yang

    baik.

    TEORI SINGKAT

    Mikroskop Medan Terang

    Mikroskop Medan Terang (bright field microscope) adalah mikroskop dengan medan

    rnikroskopis atau medan yang mengelilingi spesimen terlihat terang, sedangkan obyek

    yang diamati tampak lebih gelap dari latar belakangnya. Hal ini disebabkan cahaya dari

    suatu sumber masuk melalui sistem-sistem lensa tanpa mengalami perubahan, sehingga

    terbentuk medan yang terang. Mikroskop yang dipakai saat ini umumnya menggunakan

    dua sistem lensa terpish, yaitu lensa obyektif dan lensa okular, maka mikroskop ini

    disebut pula sebagai mikroskop majemuk.

    Pada umumnya, mikroskop ini menghasilkan perbesaran maksimum sekitar 1000X.

    Ketajaman bayangan pada perbesaran maksimum tergantung pada pengaturan

    diafragma, kondensor, minyak emersi dan faktor-faktor lain

    Gambar l. Mikroskop Majemuk

    1

  • Lensa dan Perbesaran

    Lensa mikroskop terdapat pada kondensor, obyektif dan okular. Kondensor

    merupakan lensa pengumpul cahaya di bawah pentas yang memusatkan cahaya pada

    spesimen. Lensa obyektif merupakan lensa yang terletak dekat dengan spesirnen dan

    lensa okular merupakan lensa pada ujung atas mikroskop, dekat dengan mata.

    Lensa pada kondensor memusatkan kerucut cahaya pada medan specimen.

    Sebagian berkas cahaya daam kerucut cahaya akan langsung menembus lensa obyektif,

    untuk mcmbentuk cahaya latar belakang atau medan terang. Berkas cahaya yang

    mengenai obyek akan difokuskan lensa obyektif sehingga membentuk bayangan nyata.

    Bayangan tersebut diperbesar oleh lensa okular untuk menghasilkan bayangan maya.

    Kebanyakan mikroskop laboratorium dilengkapi tiga lensa obyektif, yaitu lensa

    16 mm (berkekuatan rendah 10 X), lensa 4 mm (berkekuatan tinggi 40-45 X) dan lensa

    celup minyak 1,8 mm (97-100 X). Lensa-lensa tersebut terletak pada suatu bidang yang

    dapat diputar. Angka 16, 4 dan 1,8 menyatakan jarak fokus (focal length), sedang angka

    10 X, 45 X dan 100 X nenyatakan daya perbesaran. Perbesaran total diperoleh dengan

    mengalikan perbesaran obyeklif dengan perbesaran okular.

    Ujung lensa obyektif celup minyak sangat kecil sehingga hanya sedikit cahaya

    yang masuk, maka diafragma iris kondensor harus dibuka penuh dan penghematan

    cahaya dilakukan dengan bantuan minyak emersi.

    Resolusi dan Daya Pisah

    Bila lensa difokuskan pada suatu obyek, maka dua titik terpisah pada benda

    tersebut akan membentuk dua bayangan. Tetapi kedua bayangan tersebut dapat terlihat

    sebagai satu titik akibat adanya difraksi. Resolusi adalah kemampuan lensa untuk

    memisahkan kedua bayangan sebagai bagian-bagian yang terpisah. Difraksi

    menyebabkan resolusi tidak mungkin sempurna.

    Jarak terpendek yang masih mungkin untuk melihat dua bayangan sebagai

    bagian-bagian terpisah disebut daya pisah lensa. Daya pisah ditentukan oleh panjang

    gelombang cahaya dan tingkap numeris (numerical aperlure atau NA) sistem lensa

    obyektif dan kondensor. Hubungan tersebut dinyatakan daam persamaan berikut :

    Dari persamaan tersebut terlihat, bahwa makin pendek panjang gelombang atau makin

    besar tingkap numeris, maka makin kecil nilai r (dayapisah) atau makin tinggi resolusi

    mikroskop.

    Tingkap numeris (NA) adalah pernyataan matematis kerucut cahaya yang

    dihantarkan kondensor pada spesimen dan dikumpulkan oleh lensa obyektif.

    NA = n sin , dimana n adalah indeks bias medium diantara lensa obyektif dan

    spesimen, sedang sin O adalah sinus setengah sudut yang dibentuk kerucut cahaya dari

    kondensor yang melewati spesimen menuju lensa obyektif. Bila digunakan lensa

    obyektif kering, maka n adalah indeks bias udara (n = 1). Sedang untuk Obyektif celup

    minyak n adalah indeks bias minyak emersi celup (n=1,56).

    2

    Daya pisah = panjang gelombng

    Tingkap numeris

    r =

    NA obyektif + NA kondensor

  • Iluminasi

    Bola pijar lebih disukai sebagai cahaya, sebab warna, dan intensitasnya lebih

    mudah dikendalikan. Bila mikroskop dilengkapi dengan cermin, maka selalu

    menggunakan sisi cermin yang datar. Sisi cermin yang datar dapat memantulkan

    berkas-berkas cahaya paralel yang diperlukan mikroskopyang menggunakan

    kondensor.

    Manipulasi kondensor dan diafragma iris diperlukan untuk mendapatkan

    kontras kedalaman medan dan daya pisah yang optimum. Agar kondensor dapat

    memusatkan semua berkas cahaya pada spesimen, maka harus terletak pada posisi

    tertinggi.

    Jumlah berkas cahaya yang memasuki lensa obyektif tergantung pada jenis

    obyektifnya. Semakin besar daya pembesaran obyektif, semakin banyak cahaya yang

    diperlukan. Jumlah cahaya yang masuk dapat diatur dengan membuka dan menutup

    diafragma iris, yang terletak antara kondensor dan sumber cahaya. Sebaliknya, bila

    menggunakan obyektif celup celup, diafraglna harus dibiarkan terbuka penuh.

    ALAT DAN BAHAN

    1. Mikroskop majemuk medan terang.

    2. Spesimen jadi bakteri.

    3. Kapas dan kertas saring.

    4. Minyak emersi dan xylene.

    5. Air suling

    PROSEDUR KERJA

    A. PENANGANAN DAN PEMELIHARAAN MIKROSKOP

    1. Mikroskop dibawa dalam posisi tegak dengan dua tangan, satu tangan

    memegang tangkai dan tangan yang lain menyangga dasar mikroskop

    2. Hindarkan mikroskop dari benturan tiba-tiba.

    3. Jangan menyentuh lensa dengan tangan atau melepaskan lensa dari tempatnya.

    4. Jangan memiringkan mikroskop, bila bekerja dengan lensa obyektif celup

    minyak.

    5. Jangan melakukan penyetelan mikroskop dengan paksa.

    6. Jangan menukarkan lensa obyektif atau okular mikroskop.

    7. Lensa okular harus dibersihkan setiap selesai penggunaan, dengan kertas saring

    yang dibasahi air suling, lalu dikeringkan dengan kertas lain.

    8. Bersihkan minyak emersi dari pentas dan penjepit kaca obyek dengan kapas.

    9. Bersihkan lensa obyektif celup minyak dengan kertas saring atau kapas yang

    dibasahi sedikit xylene (xylol), setiap selesai menggunakan mikroskop. Xylene

    yang terlalu banyak akan menyebabkan perekat lensa menjadi larut.

    10. Pasang lensa obyektif berkekuatan rendah pada posisi kerja, bila mikroskop

    tidak digunakan

    3

  • 11. Simpan mikroskop di dalam kotak setelah diselubungi dengan plastik. Simpan

    kotak tersebut di tempat yang kering atau mempunyai kelembaban yang

    rendah.

    B. PENGGUNAAN MIKROSKOP

    1. Letakkan mikroskop pada jarak tertentu dari tepi meja sehingga mudah untuk

    melakukan pengamatan.

    2. Atur iluminasi dengan menjauhkan atau mendekatkan sumber cahaya.

    3. Letakkan spesimen di atas pentas mikroskop.

    4. Buka diafragma iris dengan penuh dan naikkan kondensor sampai sama tinggi

    dengan pentas.

    5. Bila diperlukan sumber cahaya dari luar; maka atur sisi datar cenninmikroskop

    sehingga cahaya terlihat pada lensa kondensor.

    6. Mulailah pengamatan dengan lensa obyektif berkekuatan rendah (10X). Dengan

    bantuan tombol pengatur kasar, rendahkan lensa atau naikkan pentas sampai

    lensa obyektif terletak 54 mm dari specimen.

    7. Perbaiki letak cermin dan setel diafragma iris sampai area obyektif terletak di

    tengah-tengah dan penuh cahaya. Jauhkan lensa obyektif secara perlahan-lahan

    dengan tombol pengatur kasar sampai terlihat bayangan. Perjelas bayangan

    dengan memutar tombol pengatur halus secara perlahan.

    8. Untuk-mikroskop majemuk dengan sumber cahaya terpasang, putar pengatur

    filter kerapatan netral (neutral density filter), sehingga lensa es (frosted lense)

    terpasang pada tempatnya.

    9. Jika ingin menggunakan lensa obyektifkering tinggi (40-45 X), putar lensa ke

    posisi kerja, rendahkan lensa obyektif atau naikkan pentas dengan tombol

    pengatur kasar, sampai hampir menyentuh kaca obyek. Jauhkanljensa obyektif

    dari spesimen dengan menggunakan tombol pengatur kasar. Stel cahaya dan

    fokus seperti pada lensa obyektif berkekuatan rendah.

    10. Unfuk obyektif celup minyak, putar lensa obyektif kering tinggi menjauhi posisi

    kerja, Taruhlah setetes minyak celup di atas spesimen. Putarlah obyektif celup

    minyak pada posisi kerja, Lakukan penyetelan sepeti pada lensa obyektif

    berkekuatan rendah.

    11. Usahakan memulai pengamatan spesimen dengan lensa berkekuatan rendah,

    lalu dilanjutkan dengan lensa berkekuatan tinggi.

    12 Gambarkan sel-sel yang diamati dengan skala yang sesuai.

    4

  • HASIL PENGAMATAN

  • KEGIATAN 2

    PENYIAPAN PREPARAT MIKROORGANISME

    TUJUAN

    Mempelajari teknik lekapan basah dan tetes gantung untuk mengamati morfologi, pola

    penataan dan motilitas mikroorganisme hidup di bawah mikroskop.

    TEORI SINGKAT

    Untuk mengamati mikroba dengan mikroskop cahaya dapat disiapkan dua

    macam preparat, yaitu preparat basah (wel mount preparation) dan olesan yang

    diwarnai. Cara kedua lebih sering digunakan, tetapi memiliki beberapa kelemahan.

    Pada olesan yang diwamai, hanya dapat diamati mikroba yang mali, dengan ukuran dan

    pola penataan yang sering berubah serta tidak dapat diamati pergerakannya (motilitas).

    Untuk pengamatan mikroba hidup, maka mikroba tersebut harus tersuspensi

    dalam lingkungan cair yang memadai. Ada dua teknik penyiapan preparat, yaitu

    lekapan basah (wel mount) dan tetes gantung. Kedua teknik ini menggunakan setetes

    cairan yang mengandung mikroba hidup. Pada preparat basah dapat diamati morfologi,

    pola penataan khas dan gerak bakteri (motil) dalam keadaan alami yang tidak

    terganggu.

    Pada pengamatan motilitas, seringkali pergerakan mikroba dikelirukan dengan

    gerak Brown. Beberapa macam alga dan protozoa dapat bergerak bebas karena

    memiliki flagela. Sedangkan beberapa jenis protozoa dapat bergerak karena memiliki

    silia atau pseudopodia (pergerakan amuboid). Pergerakan sejati umumnya lebih

    progresif dan terarah. Sedang gerak Brown merupakan gerakan menggetar partikel-

    partikel secara acak dan tidak terarah. Gerakan it tidak mengubah posisi mikroba

    nonmotil terhadap benda-benda lain di sekelilingnya.

    Pergerakan sejati juga sering dikelirukan dengan pergerakan oleh arus Cairan. Bila

    preparat tersebut mengandung gelembung udara atau tidak tersegel baik, maka arus

    udara dapat menyebabkan arus cairan.

    Apabila preparat basah diperiksa dengan mikroskop medan terang, maka

    diperlukan penyesuaian sumber cahaya. Intensitas cahaya dapat dikurangi dengan

    menggunakan filter khusus.

    Selain pengamatan mikroskopis yang menggunakan lekapan basah, motilitas

    mikroba juga dapat diamati secara makroskopis. Bakteri ditanam dalam medium

    setengah padat (mediun semi solid) dalam tabung reaksi. Penanaman dilakukan dengan

    jarum penusuk yang ditusukkan secara tegak ke dalam medium tersebut. Biakan

    diinkubasikan pada suhu yang sesuai selama 18-24 jam. Jika terdapat motilitas, maka

    seluruh medium menjadi keruh, Tetapi jika bakteri hanya hidup pada daerah tusukan

    saja, maka motilitas negatif

    5

  • ALAT DAN BA HAN

    l. Mikroskop majemuk

    2. Suspensi bakteri Bacillus subtilis

    3. Kaca obyek dan kaca obyek cekung

    4. Kaca tutup

    5. Vaselin

    6. Air suling

    7. Kapas dan kertas saring

    PROSEDUR KERJA

    A. PENYIAPAN LEKAPAN BASAH

    1. Letakkan setetes suspensi bakteri di tengah-tengah kaca obyek.

    2. Usapkan sedikit vaselin pada tepi telapak tangan kiri, lalu sentuhkan secara

    bergantian pada ke empat sisi kaca tutup sehingga terlapisi vaselin.

    3. Letakkan kaca tutup dengan bagian bervaselin ke arah kaca obyek, sehingga

    mengelilingi suspensi bakteri, lalu tekan perlahan-lahan.

    4. Amati di bawah mikroskop dengan lensa obyektif kering tinggi (40-45 X).

    Gambarkan pengamatan morfologi, pola penataan sel dan motilitas dengan

    skala yang sesuai.

    B. PENYIAPAN PREPARAT TETES GANTUNG

    1. Ambil sebuah kaca tutup yang bersih, lalu lapisi ke empat sisinya dengan

    Vaselin.

    2. Taruhlah setetes suspensi bakteri di tengah-tengah kaca tutup tersebut.

    3. Pegang kaca obyek cekung dengan bagian cekung menghadap ke bawah.

    Dekatkan kaca obyek pada kaca tutup, sehingga bagian cekung akan

    mengelilingi suspensi bakteri. Tekan perlahan-lahan sampai vaselin menyebar

    dan membentuk segel.

    4. Balikkan kaca obyek tersebut dengan cepat, sehingga suspensi bakteri akan

    menggantung di kaca tutup tanpa menyentuh kaca obyek.

    5. Amati di bawah mikroskop dengan lensa obyektif kering tinggi (40-45 X).

    Gambarkan pengamatan morfologi, pola penataan sel dan motilitas dengan

    skala yang sesuai.

    6

  • HASIL PENGAMATAN

  • KEGIATAN 3

    PENYIAPAN OLESAN BAKTERI

    TUJUAN

    Mempelajari cara menyiapkan olesan bakteri yang baik, sebagai prasyarat untuk

    berbagai pewarnaan.

    TEORI SINGKAT

    Olesan bakteri yang baik merupakan prasyarat bagi berhasilnya berbagai teknik

    pewarnaan. Olesan yang baik adalah olesan tidak terlalu tebal alau terlalu tipis dan

    tahan pencucian satu kali atau lebih, setelah difiksasi dengan panas. Bakteri tidak hilang

    tercuci, dengan bentuk tetap dan tidak menyusut.

    Kaca obyek yang digunakan harus bersih dari debu dan lemak serta tidak boleh

    tergores. Partikel-partikel debu dan goresan pada kaca obyek dapat dikelirukan dengan

    mikroorganisme. Di samping itu, olesan pada kaca obyek yang berlemak atau berdebu

    akan cenderung mengumpul dan tidak menyebar dengan baik.

    Hal penting lainnya ialah kemampuan menaruh sejumlah mikroorganisme yang

    tepat pada kaca obyek, sehingga olesan tidak terlalu tebal atau terlalu tipis. Pada olesan

    yang terlalu tebal, sel-sel bakteri akan bertumpuk sehingga sukar diamati secara

    individu. Jumlah cahaya yang lewat melalui spesimen juga berkurang sehingga

    menyulitkan pengamatan. Keadaan ini sering tejadi pada olesan-olesan dari biakan

    yang diambil dari medium padat. Sedang pada olesan yang terlalu tipis, akan sulit

    menemukan sel-sel tersebut. Keadaan tersebut cenderung terjadi pada olesan-olesan

    yang dibuat dari biakan dalam medium cair.

    Penyiapan olesan berbeda menurut jenis medium tempat tumbuh

    mikoorganisme. yang bersangkutan. Bila medium berupa cairan (kaldu, susu, air liur,

    air seni dan sebagainya), maka penyiapan olesan dimulai dengan menaruh satu atau dua

    lup penuh biakan di atas kaca obyek.

    Bila biakan berasal dari medium padat (agar miring, agar cawan atau bagian-

    bagian tubuh), maka taruh satu atau dua lup penuh NaCl fisiologis steril di atas kaca

    obyek, lalu campurkan sejumlah kecil biakan organisme. Sel-sel bakteri pada medium

    padat cenderung saling melekat, sehingga harus disebarkan dengan baik. Untuk

    mengambil biakan, gunakan jarum inokulasi yang lurus sehingga tidak terlalu banyak

    biakan yang terambil.

    Olesan bakteri harus betul-betul kering di udara terbuka sebelum difiksasi

    dengan panas. Fiksasi pada olesan yang belunn kering akan menyebabkan sel-sel

    bakteri seakan-akan terebus dan bentuknya menjadi tidak karuan. Fiksasi panas juga

    dilakukan secukupnva untuk menghindarkan salah bentuk atau penyusutan sel.

    Meskipun kaca obyek untuk penyiapan olesan tersebut tidak steril, namun tetap

    digunakan teknik antiseptik. Hal tersebut untuk menghindari tercemarinya biakan yang

    digunakan, juga untuk melindungi diri dari kontaminasi mikroorganisme.

    7

  • ALAT DAN BAHAN

    1. Suspensi bakteri pada medium cair.

    2. Biakan bakteri pada medium padat.

    3. Kaca obyek dan kapas

    4. Alkohol 70 % dan NaCl fisiologis steril.

    5. Pembakar spirtus dan spidol

    6. Lup inokulasi (ose) dan jarum inokulasi.

    PROSEDUR KERJA

    1. Bersihkan kaca obyek dengan kapas yang dibasahi alkohol 70 %, lakukan pada

    kedua permukaannya.

    2. Setelah bersih, peganglah kaca obyek pada pinggir-pinggirnya dan buat

    lingkaran di tengah-tengah permukaan bawah kaca obyek dengan spidol

    3. Bila biakan dalam medium cair, kocok biakan tersebut dengan baik, tanpa

    membasahi sumbat tabung. Taruhlah 1-2 lup penuh suspensi mikroorganisme

    pada kaca obyek yang sudah diberi tanda lingkaran di bawahnya. Sebarkan

    organisme hingga rata seluas area lingkaran.

    4. Bila biakan dalam medium padat, taruhlah 1-2 lup penuh air suling pada kac

    obyek yang sudah diberi tanda lingkaran di bawalmya. Dengan jarum inokulasi,

    pindahkalah sedikit biakan ke tetesan air, campurkan dan sebarkan hingga rata

    seluas area lingkaran.

    5. Biarkan olesan tersebut kering di dekat hawa hangat api. Olesan yang

    mengering akan tampak lapisan tipis berwarna putih.

    6. Setelah olesan benar-benar kering, lalukan kaca obyek tersebut.tiga kali di atas

    api. Proses ini disebut fiksasi panas untuk mematikan mikroorganisme yang

    bersangkutan dan membuatnya menempel pada kaca obyek.

    7. Gunakan olesan-olesan tersebut untuk pewarnaan pada kegiatan-kegiatan

    berikutnya.

    8

  • HASIL PENGAMATAN

  • KEGIATAN 4

    PEWARNAAN SEDERHANA

    Mengamati ukuran, bentuk dan struktur-struktur tertentu dari bakteri, dengan

    menggunakan satu macam zat pewarna.

    TEORI SINGKAT

    Sel-sel mikroorganisme umumnya tampak hampir tembus pandang (transparan)

    bila diamati dengan mikroskop cahaya biasa. Hal tersebut diakibatkan indeks bias

    sitoplasma sel hampir sama dengan indeks bias lingkungan, yang berupa zat cair.

    Kontras antara sel dan latar belakangnya dapat dipertajam dengan cara mewamai sel-

    sel tersebut dengan zat warna.

    Ada dua golongan zat warna yang umum dipakai untuk pewarnaan

    mikroorganisme, yaitu :

    l. Zat warna yang bersifat asam, dimana komponen warnanya adalah anion,

    biasanya dalam bentuk garam natrium.

    2. Zat warn yang bersifat alkalis dengan komponen warna kation, biasanya dalam

    bentuk klorida.

    Pada pewarnaan bakteri, terjadi proses pertukaran ion-ion zat warna dengan ion-

    ion protoplasma bakteri. Pada umumnya digunakan larutan-larutan zat warna yang

    encer, jarang lebih dari 1 0%. Suatu larutan zat warna encer yang didiamkan agak lama

    pada preparat, umumnya bekerja lebih baik daripada larutan zat warna pekat yang

    didiamkan dalam waktu singkat.

    Zat pemantek (mordant) sering ditambahkan pada waktu pewarnaan. Zat

    tersebut berfungsi untuk menambah gaya gabung, dimana hasil reaksi antara sel dan zat

    warna diendapkan oleh pemantek menjadi presipitat berbulir-bulir besar, sehingga tidak

    mungkin keluar melalui pori-pori dinding sel.. Contoh zat pemantek adlah amonium

    oksalat, fenol, iodium, asam tanat, garam-garam alumunium, besi, timah, sego,

    tembaga, krom dan lain-lain. umumnya zat ini diberikan

    - Sebelum penambahan zat warna

    - Ke dalam larutan zat warna

    - Antara pemakaian dua larutan zat warna

    Teknik pewarnaan mikroorganisme dapat dibagi menjadi dua, yaitu .

    1. Pewarnaan sederhana (tunggal)

    2. Pewarnaan diferensial

    Pewarnaan yang paling banyak digunakan ialah pewarnaan tungal, yang

    mengunakan satu jenis zat warna. Zat-zat warna tersebut umumnya bersifat alkalin,

    karena sitoplasma sel bakteri bersifat basofilik (suka akan basa).

    Pewarnaan tunggal memungkinkan teramatinya ukuran dan bentuk/tipe

    morfologi (kokus, basilus vibrio, spirilium, dsb.) dari bakteri. Selain itu, dapat pula

    diamati struktur-struktur tertentu bakteri, seperti endospora. Berbeda dengan spesimen

    hidup, sel-sel yang diwamai dan terfiksasi pada kaca obyek dapat dismpan sebagai

    dokumentas untuk jangka waktu lama.

    9

  • ALAT DAN BAIIAN

    1. Sampel air liur

    2. Suspensi campuran bakteri S. aureus dan B. subtilis.

    3. Suspensi campuran bakteri E. coli dan B. sublilis.

    4. Zat warna karbol fuksin, biru metilen dan karbol gentian violet.

    5. Kaca obyek, kapas dan kertas saring.

    6. Alkohol 70 % dan air suling dalam botol semprot.

    7. Ose dan pembakar spirtus.

    8. Bak pewarna.

    9. Mikroskop majemuk dan minyak celup.

    PROSEDUR KERJA

    1. Buat masing-masing olesan bakteri dari air liur dan suspensi campuran bakteri

    di atas kaca obyek yang bersih serta bebas lemak.

    2. Setelah dingin, letakkan preparat tersebut di atas bak wratna, Genangi olesan

    tersebut dengan salah satu dari zat warna. Bila digunakan karbol fuksin, biarkan

    olesan terwarnai selama 5 menit. Bila digunakan biru metilen, biarkan olesan

    terwarnai selama 1-2 tnenit, Sedang bila digunakan karbol gentian violet,

    biarkan olesan terwarnai selama 15-30 detik.

    3. Tuangkan zat warna yang berlebih dari preparat lalu bilas dengan air sampai

    air bilasan berwarna pucat.

    4. Keringkan preparat dengan kertas saring.

    5. Teteskn sedikit minyak emersi pada preparat, lalu periksa di bawah

    mikroskop. Mulailah dengan obyektif berkekuatan terendah 10X. lalu ganti

    dengan lensa obyektif berkekuatan 100X. Amati dan gambarkan hasilnya.

    Pewarnaan dengan karbol fuksin, sel bakteri akan berwarn merah. Bila

    diwarnai dengan karbol gentian violet, sel bakteri akan berwarna ungu, Sedang

    pewarnaan dengan biru metilen, sel bakteri akan berwarna biru.

    10

  • HASIL PENGAMATAN

  • KEGIATAN 5

    PEWARNAAN GRAM

    TUJUAN

    Menganuti dua kelompok bakteri yaitu Gram positif dan Gram negatif, dengan

    menggunakan prosedur pewarnaan Gram, Memahami setiap langkah dan reaksi-reaksi

    kimia yang terjadi dalam prosedur tersebut.

    TEORI SINGKAT

    Pewarnaan tunggal memungkinkan untuk mengamati ukuran dan bentuk bakteri

    secara jelas. Tetapi bentuk bakteri-bakteri dengan morfologi yang sama dari jenis yang

    berbeda, pewarnaan tersebut tidak dapat membedakannya. Untuk maksud tersebut,

    maka dikembangkan teknik pewarnaan diferensial.

    Pewarnaan diferensial bertujuan untuk mengetahui sifat-sifat bakteri terhadap

    dua jenis pewarnaan dan untuk mengidentifikasi bakter. Zat-zat warna yang dipakai

    lebih dari satu warna, baik dipakai satu-persatu maupun dalam suatu campuran.

    Pada tahun 1884, seorang ahli bakteriologi Denmark menemukan pewarnaan

    Gram. Melalui metode ini bakteri-bakteri dipisahkan menjadi dua kelompok besar,

    yaitu :

    1) Bakteri Gram positif, yang dapat menahan kompleks pewarna primer karbol

    gentian violet-iodium sampai akhir prosedur (sel benvarna biru gelap atau

    ungu).

    2) Bakteri Gram negatif, yang kehilangan kompleks warna karbol gentian violet-

    iodium dengan pembilasan alkohol dan tenwarnai oleh pewarna tandingan air

    fuksin (sel berwarna merah muda).

    Sekalipun mekanisme pewarnaan Gram belum diketahui dengan tepat, tetapi

    perbedaan komposisi dinding sel bakteri Gram positif dengan Gran negatif, diduga

    berperan terhadap reaksi Gram. Dinding sel yang tebal pada bakteri Gram positif akan

    menyusut oleh pembi-lasan alkohol (terdehidrasi), sehingga pori-pori dinding sel

    menutup dan mencegah larutnya kmpleks pewarna primer pada saat pemucatan.

    Sedangkan dinding sel Granm negatif mengandung banyak lipid, yang pada umumnya

    larut dalam alkohol dan aseton. Larutnya lipid diduga memperbesar pori-pori dinding

    sel dan menyebabkan proses penmucatan berlangsung lebih cepat. Dugaan tersebut

    didukung percobaan dimana berubah menjadi Gram negatif.

    Walaupun demikian, prrbedaan reaksi tetap didasarkan atas perbedaan laju

    lepas kompleks karbol gentian violet-iodium pada langkah pemucatan. jika pemucatan

    berlebih bakteri C positif dapat memperlihatkan reaksi Gram negative. Faktor-faktor

    lain yang dapat, menimbulkan keragaman pada reaksi Gram ialah :

    1) Pelaksanaan fiksasi panas terhadap olesan

    Olesan bakteri Yang dipanaskan secara berlebihan akan menyebabkan

    pecahnya dinding sel. Akibatnya sel Granm positif akan melepaskan pewarna

    primer dan menerima pewarna landingan.

    11

  • 2) Kerapatan sel pada olesan.

    Olesan yangterlalu tebal akan memucat lebih lama dari olesan dengan

    kerapatan sel normal.

    3) Konsentrasi dan umur reagen yang digunakan.

    4) Sifat, konsentrasi dan jumlah pemucat yang dipakai.

    Sebagai pemucat, alkohol 95% bekrja paling lambat dan aseton paling cepat.

    Umumnya digunakan campuran alkohol 95% dan aseton (l : 1).

    5) Sejarah biakan.

    Sejarah biakan meliputi umur biakan serta pH medium tempat bakteri tumbuh.

    Umumnya reaksi Gram menggunakan biakan berumur 18-24 jam. Biakan Gram

    positif yang lebih tua (terutama bila sudah autolisis) dalam medium asam,

    seringkali memberikan reaksi Gram positif atau Gram variabel (campuran Gram

    positif dan Gram negatif). Hal tersebut diakibatkan perubahan permeabilitas

    dinding sel pada biakan tua. Tetapi bakteri Gram negatif tidak terpengaruh oleh

    umur atau medium yang digunakan. Jangan dipersoalkan teramatinya beberapa

    sel Gram negatif dalam suatu preparat sel Gram positif.

    ALAT DAN BAHAN

    1. Suspensi campuran bakteri E. coli dan S. aureus.

    2. Suspensi campuran bakteri E. coli dan B. subfilis.

    3. Zat warna karbol gentian violet, lugol (iodium : kalium iodium : air suling 1 :

    2: 100) dan air fuksin.

    4. Akohol 95 %

    5. Kaca obyek; kapas dan kertas saring.

    6. Alkohol 70% dan air suling dalam botol semprot.

    7. Ose dan pembakar spirtus.

    8. Bak pewarna.

    9. Mikroskop majemuk dan minyak celup.

    PROSEDUR KERJA

    1. Sediakan kaca obyek yang bersih dan buat olesan dari masing-masing campuran

    bakteri.

    2. Letakkan kaca-kaca obyek di atas rak kawat di atas bak pewarna. Genangi olsan

    bakteri dengan pewarna karbol gentian violet selama 1 menit, buangt zat warna

    yang berlebih, lalu bilas dengan air suling.

    3. Genangi olesan dengan lugol selama 2 menit, buang lugol yang berlebih lalu

    bilas dengan air suling.

    4. Cuci olesan dengan pemucat alkohol 95% tetes demi tetes selama 30 detik atau

    sampai zat warna larut, lalu bilas dengan air suling.

    5. Genangi olesan dengan pewarna tandlingan air fuksin selama 30 detik, buang

    warna yang berlebih bilas dengan air suling lalu keringkan dengan kertas saring.

    6. Teleskan sedikit minyak emersi pada preparat, lal periksa di bawah mikroskop.

    Mulailah dengan obyektif berkekuatan terendah 10X, Jalu ganti dengan lensa

    12

  • obyektif berkekuatan 100X. Amati dan gambarkan hasilnya.

    Bakteri Gram positif akan benwarna ungu dan bakteri Gram negatif akan berwarna

    merah.

    13

  • HASIL PENGAMATAN

  • KEGIATAN 6

    PEWARNAAN TAHAN ASAM

    TUJUAN

    Mengamati dua kelompok bakteri, yaitu bakteri tahan asam dan bakteri tak tahan asam,

    dengan menggunakan prosedur pewarnaan tahan asam pewarnaan (Ziehl-Neelsen).

    Memahami setiap langkah dan reaksi-reaksi kimia yang terjadi dalam prosedur

    tersebut.

    TEORI SINGKAT

    Bakteri-bakteri dari genus dan spesies-spesies tertentu dari genus Nocardia

    mengandung sejumlah besar lipid dan asam lemak pada dinding- dinding selnya. Hal

    tersebut menyebabkan dinding sel relatif tidak permiabel terhadap zat-zat warna,

    sehingga sel-sel bakteri tidak terwarnai oleh pewarnaan biasa. Beberapa spesies dari

    kedua genus tersebut patogenik terhadap manusia, seperti M. tuberculosis (penyakit

    TBC) dan M. leprae (penyakit lepra). Untuk menunjang diagnosis penyakit-penyakit

    tersebut, bakteri-bakteri penyebabnya harus dapat diisolasi, mudah diamati dan

    dibedakan dari jenis bakteri lainnya. Untuk tujuan tersebut, maka digunakan pewarnaan

    khusus yang dapat menembus dinding sel.

    Teknik pewarnaan khusus tersebut diberi nama pewarnaan lahan asam, yang

    mula-mula dikembangkan oleh Paul Ehrlich pada tahun 1882. Prosedur pewarnaan

    yang digunakan sekarang merupakan perbaikan dari teknik Ehrlich ini dikenal dengan

    pewarnaan Ziehl Nielsen. Nama tersebut diambil dari nama dua peneliti yang

    mengembangkan prosedur tersebut pada akhir 1800-an. Prosedur ini menggunakan

    pewarna utama karbol fuksin dengan pemanasan dan biru metilen sebagai pewarna

    tandingan. Pada modifikasi lain teknik ini perlakuan panas diganti dengan penggunaan

    pembasah (suatu deterjen ntuk mengurangi tegangan permukaan lemak) untuk

    menjamin penetrasi pewarna. Pewarna yang mengandung bahan pembasah disebut

    pewarna Kinyoun.

    Sekali sitoplasma terwarnai, maka sel-sel bakteri, seperti mikrobakteria

    menahan zat warna tersebut dan tidak terpucatkan sekalipun oleh zat bersifat keras,

    seperti asam alkohol. Asam alkohol merupakan pcmucat yang sangat intensif. Pada

    pewarnaan ini, mikroorganisme yang dapat menahan zat warna utama dikatakan tahan

    asam dan berwarna merah. Sedang pada bakteri biasa senyawa karbol fuksin mudah

    dipucatkan oleh alkohol-asam dan menyerapan biru metilen sehingga sel berwarna

    biru. Hal yang harus diperhatlkan dalam pewarnaan ini adalah jangan sampai preparat

    mongering, bila dilakukan pemanasan. Dindng sel harus utuh untuk mencegah lipid

    yana telah terwarnai meninggalkan sel untuk melarut ke dalam pemucat. Bila dinding

    ini pecah maka lipid meninggalkan sel dan sifal tahan asamnya akan hilang.

    14

  • ALAT DAN BAHAN

    1. Suspensi bakteri saprofit.

    2. Zat warna karbol fuksin dan biru metilen.

    3. Asam alkohol (3% HCL dalam alkohol 95%).

    4. Kaca obyek, kapas dan kertas saring.

    5. Alkohol 70% dan air suling dalam botol semprot.

    6. Ose dan pembakar spirtus.

    7. Bak pewarna.

    8. Mikroskop majemuk dan minyak celup.

    PROSEDUR KERJA

    1. Sediakan kaca obyek yang bersih dan buat olesan dari suspensi bakteri, Genangi

    olesan bakteri dengan pewama karbol fuksin selama 5 menit, sambil dipanaskan

    di atas penangas air. Jaga jangan sampai terlalu panas, mendidih atau kering.

    2. Buang zat wama yang berlebih, lalu bilas dengan air suling.

    3. Bilas dengan zat pemucat alkohol-asam selama 15 detik atau sampai latar

    belakang olesan berwarna merah muda pucat.

    4. Genangi olesan dengan pewarna tandingan biru metilen selama 2 menit, buang

    zat warna yang berlebih, bilas dengan air suling, lalu keringkan dengan kertas

    saring.

    5. Teteskan sedikit minyak imersi pada preparat, lalu periksa di bawah

    mikroskop. Mulailah dengan obyektif berkekuatan terendah 10X, lalu ganti

    dengan lensa obyektif berkekuatan 100X. Amati dan gambarkan hasilnya.

    Bakteri tahan asam (ZN + ) akan berwarna merah dan bakteri tidak tahan asam (ZN -)

    akan berwarna biru.

    15

  • HASIL PENGAMATAN

  • KEGIATAN 7

    PEWARNAAN SPORA

    TUJUAN

    Mengamiati endospora bakteri dengan menggunakan prosedur pewarnaan spora

    (pewarnaan Klein). Memahami setiap langkah dan reaksi-reaksi kimia yang terjadi

    daam prosedur tersebut.

    TEORI SINGKAT

    Jenis-jenis bakteri tertentu, khususnya famili Bacillaceae, membentuk suatu

    struktur di daam sel pada tempat-tempat khas, disebut endospora. Famili ini terdiri dari

    3 genus, yaitu Bacillus, Clostridium dan Sporosarcina. Endospora tersebut dibentuk

    daam lingkungan yang tidak menguntungkan. Hal ini

    disebabkan endospora dapat bertahan hidup daam kekurangan nutrien, tahan terhadap

    panas dan unsur-unsur fisik lain seperti pembekuan, kekeringan, radiasi utraviolet serta

    tahan bahan kimia yang dapat menghancurkan bakteri. Bilamana keadaan lingkungan

    cukup baik, dinding endospora akan pecah dan membentuk sel vegetative kembali.

    Endospora merupakan bentuk kehidupan yang paling resisten sehingga

    mikroorganisme yang bersangkutan dapat bertahan hidup dalam debu dan tanah selama

    bertahun-tahun. Adanya endospora dalam debu menjelaskan mengapa Bacillus

    merupakan kontaminan umum di laboratorium.

    Ketahanan endospora disebabkan adanya selubung spora yng keras dan tebal.

    Sifat tersebut menyebabkan diperlukan perlakuan yang keras untuk mewarnainya.

    Hanya dengan perakuan panas yang cukup, pewarna yag sesuai dapat menembus

    endospore. Tetapi sekali pewarna tersebut memasuki maka sukar dihilangkan.

    Ukuran dan letak endospora di dalann sel merupakan ciri-ciri untuk

    membedakan spesies-spesies bakteri pembentuk spora. Letak spora ada tiga macam,

    yaitu sentral (di tengah sel), terminal (di pinggir sel) dan subterminal (antara sentral

    dan terminal). Bentuk endospora umumnya bulat atau lonjong. Adanya spora dapat

    mengubah bentuk sel bakteri, dimana endospora menonjol keluar seperti pemukul

    tambul, misalnya pada Clostridium tetani. Bila endospora

    terletak sentral atau sub terminal, dengan diameter yang lebih besar dari diameter

    bakteri, maka bentuknya seperti kumparan.

    ALAT DAN BAHAN

    1. Biakan padat bakteri Bacillus subtilis berumur 72 jam.

    2. NaCl fisiologis.

    3. Zat warna karbol fiuksin dan biru metilen.

    4. H2S04 1%

    5. Kaca obyek, kapas dan kertas saring.

    6. Alkohol 70 % dan air suling dalam botol semprot.

    16

  • 7. Ose dan penbakar spirtus.

    8. Bak pewarna.

    9. Mikroskop majemuk dan minyak celup.

    PROSEDUR KERJA

    1. Buat suspensi bakteri yang terdiri dari biakan bakteri dan NaCl fisiologis di

    tabung reaksi. tambahkan korbol fuksin sebanyak 1:1 ke dalam suspensi

    tersebut.

    2. Panaskan campuran tersebu dalam pemanas air bersuhu 800C selama 10 menit.

    Jaga jangan sampai mendidih atau kering.

    3. Sediakan kaca obyek yang bersih dan buat olesan dari campuran tersebut.

    4. Genangi olesan dengan H2S04 1% selama 2 detik, lalu cuci dengan air suling.

    5. Genangi olesan dengan pewarna tandingan biru metilen selama 5 menit, buang

    zat warna yang berlebih, bilas dengan air suling, lalu keringkan dengan kertas

    saring.

    6. Teteskan sedikit minyak imersi pada preparat, lalu periksa di bawah mikroskop.

    Mulailah dengan obyektif berkekuatan terendah 10X, lalu ganti dengan lensa

    obyektif berkekuatan 100X. Amati dan gambarkan hasilnya. Endospora akan

    berwarna merah dan badan vegetative akan berwarna biru.

    17

  • HASIL PENGAMATAN

  • KEGIATAN 8

    PEWARNAAN NEGATIF

    TUJUAN

    Mengamati morfologi bakteri yang sukar diwarnai oleh pewarna-pewarna sederhana,

    dengan menggunakan prosedur pewarnaan negatif. Memahami setiap langkah dan

    reaksi-reaksi kimia yang terjadi dalam prosedur tersebut.

    TEORI SINGKAT

    Metode ini bukan untuk mewarnai bakteri, tetapi mewarnai latar belakang

    menjadi hitam gelap). Melode pewarnaan negatif meliputi pencampuran

    mikroorganisme dengan setetes tinta Cina, lalu disebarkan pada kaca obyek yang

    bersih. Mikroorganisme akan terlihat transparan (tembus pandang) di medan tidak

    dapat menembus yang gelap, karena pewarna-pewarna tersebut menembus

    mikroorganisme. Metode ini berguna untuk bakteri-bakeeri tertentu, seperti spiroketa,

    yang sukar diwarnai.

    Pewarnaan negatif berguna untuk menentukan morfologi dan ukuran sel suatu

    mikroorganisme. Pada pewarnaan ini, olesan dipanaskan maupun mendapatkan

    perlakuan keras bahan-bahan kimia sehingga dapat menghindarkan terjadinya

    penyusutan atau salah bentuk sel. Tetapi jika pewarna sudah mengering, sel-sel tersebut

    dapat saja mengalami penyusutan atau salah bentuk.

    Keberhasilan metode ini bergantung pada hal-hal berikut :

    1. Kaca obyek harus betul-betul bersih (bila terdapat sisa-sisa lemak dan debu,

    maka olesan mikroorganisme tidak akan rata).

    2. Jumlah tinta Cina yang digunakan menentukan keberhasilan pewarnaan (tidak

    boleh berlebih).

    3. Campuran mikroorganismc dan pewarna harus diseret di atas kaca obyek bukan

    sekedar didorong.

    ALAT DAN BAHAN

    1. Suspensi bakteri Klebsiela sp.

    2. Tinta Cina.

    3. Kaca obyek, kapas dan kertas saring.

    4. Alkohol 70% dan air suling dalam botol semprot.

    5. Ose dan pembakar spiritus.

    6. Bak pewarna.

    7. Mikroskop majemk dan minyak celup.

    PROSEDUR KERJA

    1. Sediakan 2 kaca obyek yang bersih. Lelakkan satu ose suspensi bakteri dan

    18

  • satu tetes cina (1:1) di deka ujung kanan kaca obyek pertama.Campurkan

    keduanya dengan menggunakan kaca (obvek kedua, sanpai homogen.

    2. Letakkan kaca obyek kedua pada kaca obyek pertama dengan membentuk sudut

    450, Tarik kaca obyek kedua sepanjano kaca obyek pertama dengan

    menyeretnya ke arah kiri.

    3. Biarkan preparat tersebut mengering dengan sendirinya.

    4. Teteskan sedikit minyak imersi pada preparat lalu periksa di bawah mikroskop

    Mulailah dengan obyektif berkekuatan terendah 10X, lalu ganti dengan lensa

    obyek tifbeckekuatan 100X. Amati dan gambarkan-hasilnya.

    Sel bakteri akan tampak sebagai bagian yang kosong dengan latar belakang

    yang gelap.

    19

  • HASIL PENGAMATAN

  • KEGIATAN 9

    PEWARNAAN KAPSUL

    TUJUAN

    Mengamati kapsul bakteri dengan menggunakan prosedur pewarnaan kapsul

    (pewarnaan Burri-Gins). Memahami setiap langkah dan reaksi-reaksi kimia yang

    terjadi dalam prosedur tersebut.

    TEORI SINGKAT

    Beberapa jenis bakteri dan algae hijau-biru mengeluarkan bahan-bahan yang

    amat berlendir dan lengket pada permukaan selnya dan menyelubungi dinding sel. Bila

    bahan berlendir tersebut kompak dan menampakkan bentuk yang pasti (bundar atau

    lonjong) maka disebut kapsul. Tetapi bila bentuknya tidak teratur dan menempel

    kuranng erat pada sel, maka disebut lapisan lendir.

    Kapsul dan lendir tidak esensial bagi kehidupan sel, tetapi dapat berfungsi

    sebagai makanan cadangan, perlindungan terhadap fagositosis (baik dalam tubuh inang

    maupun di alam bebas) atau perlindungan terhadap dehidrasi. Kemampuan

    menghasilkan kapsul merupakan sifal genetis, tetapi ukuran dan jumlahnya sangaat

    dipengaruhi oleh komposisi medium tempat tumbuh sel-sel tersebut. Ukuran kapsul

    berbeda-beda dalam setiap jenis bakteri maupun dalam galur-galur yang berbeda dalam

    satu spesies. Pada bebeiapa jenis bakteri, keberadaan kapsul merupakan petunjuk

    bahwa mikroorganisme tersebut bersifat virulen (misalnya Streptococcus pneumoniae

    atau pneumokokus patogenik). Maka diagnosis pneumonia dan beberapa penyakit lain

    dapat dipermudah oleh pewarnaan kapsul. Kapsul bakteri umumnya larut dalam air.

    Komposisi kimiawi kapsul berbeda-beda menurut jenis mikroorganismenya.

    Ada yang berupa polimer glukosa (misalnya, dekstran pada leuconostoc

    mesenleroides), polimer gula-annino (misalnva, asan hialuronat pada

    stafilokokuspiogenik), polipeptida (misalnya, polimer asam D-glutamat pada Bacillus

    anthracis) atau kompleks polisakarida-protein (misalnva, basillus

    disentri).

    Bakteri berlendr dapat mengganggu perindustrian, misalnya pada pembuatan

    gula tebu. Belacoccus dextranicus dapat membentuk lendir yang sangat banyak

    sehingga memampatkan mesin pembuat gula. Bacillus subtillis kadang-kadang

    mengganggu pembuatan roti. dengan membentuk lendir yang liat yang kenyal.

    Kapsul bakteri sangat sukar diamati deng0\an nikroskop cahaya biasa karena tidak

    berwarna dan mempunyai indeks bias yang rendah. Kapsul bakteri bersifat non-ionik,

    maka tidak dapat diwarnai dengan prosedur pewarnaan sederhana. Masalah utama

    dalam pewarnaan kapsul adalah bila olesan bakteri tersebut difiksasi dengan panas

    dengan mtlode biasa maka kapsul tersebut akan meluncur pada waktu pencucian. Tetapi

    kebuluhan bakteriologis biasanya hanya memerlukan deteksi ada atau tidaknya kapsul.

    Tuuuan ini dapat dicapai dengan

    menggabungkan prosedur pewarnaan negattf dengan pewarnaan sederhana.

    20

  • ALAT DAN BAHAN

    1. Suspensi bakteri Klebsiela sp.

    2. Tinta Cina dan zat warna air fuksin

    3. Kaca obyek, kapas dan kertas saring

    4. Alkohol 70% dan air suling dalam botol seprot

    5. Ose dan pembakar spirtus

    6. Bak pewarna.

    7. Mikroskop majemuk dan minyal celup/emersi

    PROSEDUR KERJA

    1. Sediakan 2 kaca obyek yang bersih. Letakkan satu ose suspensi bakteri dan stu

    tetes Tinta Cina (1:1) pada dekat ujung kanan kaca obyek pertama. Campurkan

    keduanya dengan menggunakan sudut kaca obyek kedua, sampai hornogen.

    2. Letakkan kaca obyek kedua pada kaca obyek pertama dcngan membentuk

    sudut450. Tarik kaca obyek kedua sepanjang kaca Obyek pertama dongan

    menyeretnya ke arah kiri.

    3. Fikssi preparat tersebut dengan melalukannya sebanyak 3 kali di atas api.

    4. Genangi dengan pewarna air fuksin selama 5 menit, buang zat warna yang

    berlebih, lalu keringkan dengan kertas saring.

    5. Teteskan sedikit minyak imersi pada preparat, lalu periksa di bawah

    mikroskop.Mulailah dengan obyektif berkekuatan rendah 10X, lalu ganti

    dengan lensa obyektif berkekuatan. 100X. Amati dan gambarkan hasilnya.

    Sel bakteri akan berwarna merah dan kapsul tampak sebagai bagian yang

    kosong di Sekitar tubuh bakteri.

    21

  • HASIL PENGAMATAN

  • KEGIATAN 10

    PEMBIAKAN BAKTERI

    10.1. Pcnyimpanan Media

    Tujuan

    Mempelajari prosedur umum untuk merekonstitusi medium berbentuk bubuk dan

    menaruhnya dalam jumlah yang dikehendaki ke dalam wadah-wadah yang sesuai.

    Teori Singkat

    Medium adalah bahan yang digunakan untuk menumbuhkah mikroorganisme

    di atas atau di dalamnya. Persyaratan unluk membuat medium itu amat beragam,

    diantaranya yang utama adalah air, karbon, energi, mineral dan faktor tumbuh. Air

    merupakan komponen utama protoplasma (70-85% protoplasma terdiri dari air) serta

    wahana bagi masuknya nutrien ke dalam sel dan keluarnya sekresi ataupun ekskresi

    dari dalam sel. Selain itu air juga diperlukan untuk berlangsungnya reaksi-reaksi

    enzimatik di dalam sel. Air yang digunakan adalah air suling. Air sadah tidak dapat

    digunakan karena pada medium yang mengandung pepton dan ekstrak daging dapat

    menyebabkan terbentuknya endapan fostal dan magnesium fosfat.

    Berdasarkan pada sumber karbon yang digunakan, organisme dibagi menjadi

    dua kelompok yaitu organisme autotrof (organisme yang dapat mensintesis semua

    komponen selnya dari karbon diokside) dan organisme heterotrof (organisme yang

    memerlukan satu atau lebih senyawa organik sebagai sumber karbonnya termasuk

    karbondiokside).

    Lebih jauh lagi, organisme dikelompokkan berdasarkan pada sumber energinya

    yaitu adalah fotoautotrof (autotroph fotosintetik) adalah aututrof yang dapat

    memancarkan energi cahaya matahari dengan bantuan pigmen fotosintetiknya,

    sedangkan yang memperoleh energi dari oksidas senyawa-senyawa anorganik

    sederhana (seperti nitrit, nitrat atau sulfide) disebut kemoaufotrof (autotrof

    kemosintetik). Kemoheterotrof (heterotrof kemosintetik) adalah heterotrof yang

    memerlukan sumber energi organik seperti glukose atau asam-asam amino. Sebagian

    besar bakteri termasuk kelompok ini. Fotogeterotrof (heterotroph fotosintetik)adalah

    organisme yang dapat memanfaatkan energi cahaya matahari (mempunyai pigmen

    fotosintetik) dan memerlukan sumber karbon organik seperti alkohol.

    Sumber nitrogen bagi organisme autotrofk adalah senyawa anorganik,

    sedangkan bagi heterotrof dapat berupa asam amno atau senyawa-senyawa protein

    intermediat seperti peptde, protease, dan pepton. Misalnya, pada kaldu nutrien (nutrient

    broth), nitrogen diperoleh dari ekstrak daging dan pepton. Faktor tumbuh ialah

    komponen selular esensial (yaitu asam-asam amino atau vitamin) yang tidak dapat

    disintesis sendiri oleh organisme dari sumber dasar karbon dan nitrogennya. Bagi

    banyak heterotrop, factor tumbuh dipenuhi dari ekstrak daging ataukaldu nutrient.

    Namun bagi pathogen-patogen yang lebih rewel (fastidious),untuk penyediaan faktor

    22

  • tumbuhnya memerlukan medium yang lebih rumit seperti agar darah.

    Berdasarkan komposisi kimianya, dikenal medium sintetik yaitu medium yang

    komposisi kimiawinya diketahui dengan pasti dan biasanya dibuat dari bahan-bahan

    kimia yang kemurniannya tinggi dan ditentukan dengan tepat, sehingga medium ini

    dapat diulangi pembuatannya, Medium nonspesifik atau kompleks adalah medium yang

    komposisi kimiawinya tidak diketahui dengan pasti, misalnya ekstrak daging dan

    pepton.

    Kaldu nutrien disebut medium serbaguna karena merupakan medium yang

    paling umum digunakan dalam bakteriologi. Sedangkan medium yang mengandung

    zat-zat kimia tertentu yang dapat menghambat petumbuhan. satu kelompk bakteri atau

    lebih tanpa menghambat pertumbuhan organisme yang diinginkan disebut medium

    selektif. Selain itu dikenl pula medium diferensial yaitu medium yang mengandung

    kimia tertentu yang memungkinkan si pengamat membedakan berbagai tipe bakteri.

    Berdasarkan konsistensinya, medium dibagi menjadi medium cair seperti kaldu

    Nutrient atau kaldu glukosa. Medium ini dapat digunakan untuk pembiakan organisme

    dalam jumlah besar, penelaahan fermentasi, dan berbagai macam uji. Medium padat,

    biasanya digunakan untuk mengamati penampilan atau morfologi koloni dan

    mengisolasi biakan murni. Untuk membuat medium pdat, dapat ditambahkan agar-

    agar, gelatin atau gel silica ke dalam medium kaldu. Agar-agar menjadi larut atau cair

    bila dipanaskan pada suhu hampir 1000C dan tetap berbentuk cair bila didinginkan

    sampai kurang lebih 430C. Hal ini berbeda dengan gelatin, sekali menjadi padat tidk

    dapt dicairkan lgi. Oleh karena itu yang paling umum digunakan ialah agar-agar

    namun tidak dianjurkan untuk mencairkan kembali medium padat agat lebih dari dua

    kali karena dapat memberikan hasil yang kurang baik, Sedangkan medium dengan

    konsistensi pertengahan disebut medium setengah padat, medium ini dapat digunakan

    untuk menguji ada tidaknya motilitas dan kemampuan fernentasi.

    Alat dan Bahan

    Gelas ukur 200-250 ml

    gelas piala 250 ml

    neraca berlengan tiga

    kertas timbang

    spatula atau sendok

    batang pengaduk kaca atau pemusing magnetik

    pembakar Bunsen kaki tiga dan kasa

    kertas pH atau pH meter

    thermometer

    pipet10 ml atau gelas ukur 25 ml

    tabung reaksi (9 buah)

    cawan petri (8 buah)

    kapas untuk sumbat

    papan miring

    keranjang/rak tabung

    23

  • nutrient agar (NA; agar nutrien) Difco

    larutan penyangga baku (standard buffer) pH 7,0 dan pH 4,0

    Prosedur Kerja

    1. Penyiapan dan penempatan Medium untuk Disterilkan

    Bacalah dengan teliti petunjuknya pada wadah berisi medium nutrient agar

    (NA). Hitunglah jumlah yang sesuai untuk volume yang dibutuhkan yaitu dalam

    percobaan ini akan disiapkan 110 ml medium.

    Ukurlah 110 ml air suling menggunakan gelas ukur kemudian tuangkan dalam

    gelas piala.

    Siapkan neraca berlengan tiga. Letakkan wadah yang akan dipakai untuk

    menimbang pada pinggan neraca. Ambilah medium agar nutrien dengan spatula

    atau sendok dan timbanglah seberat 25 gr.

    Taruhlah medium tersebut ke atas air suling dalam gelas Piala.

    Didihkan medium agar selama beberapa menit untuk melarutkannya. Medium

    harus terus tenerus diaduk dengan batang pengaduk kaca atau dengan alat

    pemusing magnetik untuk mencegah hangusnya atau meluapnya medium Ingat,

    medium seperti medium kaldu tidak memerlukan pemanasan untuk

    melarutkannya.

    Pada penyiapan medium seperti agar nutrien biasanva tidak perlu dilakukan

    penyesuaian pH. Tetapi bila memerlukan penyesuaian pH, dapat dilakukan

    langkah-langkah berikut :

    a. Ambillah 10 ml medium tersebut dan ukur pH nya dengan kerlas pH atau pH

    meter.

    b. Sesuaikan pH 10 ml medium dengan cara menambahkan 0,1N HCL atau NaOH

    sesuai dengan keperluan.

    c. Berdasarkan hasil yang diperoleh di atas, hitunglah jumlah asam atau basa yang

    perlu ditambahkan pada sisa medium untuk mencapai pH yang diinginkan.bila

    ternyata diperlukan 10 ml atau lebih 0,1N HCL asam atau basa, gunakanlah

    asam atau basa dengan konsentrasi lebih tinggi.

    d. Satukan kembali Imediunn tersebut ke dalam wadah semula. Ambilah lagi 10

    ml medium untuk memeriksa kembali pH nya. Berdasarkan dari pH yang

    dikehendaki.

    Dengan menggunakan pipet, tempatkanlah medium tersebut ke dalam 9 bua

    tabung reaksi, 8 tabung diisi masing-masing 12 ml (untuk agar cawan)

    sedangkan 1 tabung diisi 4 ml (untuk agar miring). Medium untuk penyiapan

    agar cawan dapat juga disterilkan dalam labu erlenmeyer. sedangkan

    penempatan medium ke dalam tabung dapat menggunakan salah satu dari alat

    berikut : buretpembagi, pipet otomatis, gelas ukur, pipet serologis atau corong.

    Tabung tidak boleh diisi lebih dari setengahnya sedangkan labu tidak boleh diisi

    lebih dari sepertiganya agar tidak meluap ketika disterilkan.

    Sumbatlah tabung-tabung tersebut dengan kapas.

    Sterilkan media tersebut dalam sterilisator uap pada 1210C selama 15 menit.

    24

  • 2. Penuangan Agar Cawan dan Pembuatan Agar Miring.

    Setelah dikeluarkan dari steriisator, letakkan kedelapan tabung tersebut ke

    dalam penangas air bersuhu 500C dan biarkan selama 5 menit.

    Sambil menunggu, ambilah tabung yang berisi 4 ml medium, letakkan pada

    papan miring, biarkan menjadi dingin dan padat.

    Sementara itu ambilah tabung medium yang berisi 12 ml medium yang suhunya

    telah terekuilibrasi, dan tuangkanlah satu per satu ke dalam cawan petri steril

    secara aseptik. Usahakan agar seluruh permukaan cawan petri tertutup oleh

    medium.

    Biarkan medium tersebut menjadi dingin dan padat. Setelah itu pada permukaan

    luar dasar cawan tuliskan dengan pinsil lilin atau spidol nama, tanggal dan

    singkatan nama medium (dalan hal ini NA). Setiap 10 cawan lalu ditumpuk dan

    dimasukkan dalam kantung plastik kertas dan disimpan dalam lemari es sampai

    diperlukan.

    Lakukan hal yang sama seperti no.4 untuk agar miring, tempatkan pada

    keranjang tabung.

    10.2. Sterilisasi Bahan dan Peralatan

    Tujuan

    Untuk memahami berbagai macam prosedur sterilisasi.

    Teori Singkat

    Yang dimaksud sterilisasi dalam mikrobiologi ialah suatu proses untuk

    mematikan semua organisme yang terdapat pada atau di dalam suatu benda. Ada tiga

    cara sterilisas yang umum dipakai yaitu :

    1. Sterilisas menggunakan panas (yang umum digunakan di Laboratorium

    Mikrobiologi) Bila panas digunakan bersama-sama dengan uap air disebut

    sterilisasi panas lembab atau sterilisasi basah, bila tanpa kelembaban disebut

    sterilisasi panas kering (sterilisasi kering).

    2. Sterilisasi menggunakan bahan kimia dapat dilakukan dengan menggunakan

    gas atau radiasi.

    3. Sterilisasi dengan cara penyaringan (filtrasi)

    Sterilisasi basah biasanya dilakukan di dalam autoklaf (presure cooker) atau

    sterilisasi uap yang mudah diangkat (portable) dengan menggunakan uap air jenuh

    bertekanan pada suhu 1210C selama 15 menit. Dapat pula dipakai kombinasi suhu dan

    waktu lain yang memberikan hasil sama.

    Sterilisasi basah dapat digunakan untuk mensterilkan bahan apa saja yang dapat

    ditembus uap air karena uap air berkondensasi pada bahan-bahan yang disterilkan,

    dilepaskan panas sebanyak 686 kalori per gram uap air pada suhu 1210C dan panas ini

    mendenatutasikan atau mengkoagulasikan protein pada organisme hidup maka dengan

    demikian mematikannya, 25

  • Contoh: mensterilkan media biakan yang umum, air suling, peralatan laboratorium,

    biakan yang akan dibuang, media tercemar, bahan-bahan dari karet dan mensterilkan

    barang-barang di rumah sakit seperti ramuan susu, sprei, dan berbagai macam

    peralatan. Namun beberapa macam media seperti kaldu-kaldu fermentasi tertentu,

    gelatin nutrienr dan susu litmus harus menggunakan suhu yang lebih rendah dan

    tekanan yang lebih rendah pula karena bahan-bahan semacam ini akan rusak bila

    dipanaskan sampai 1210C,

    Syarat-syarat melakukan sterilisasi uap:

    1. Udara harus dikosongkan betul-betul dari ruang sterilisaior.

    2. Semua bagian bahan yang disterilkan harus terkenai uap.

    3. Bahan-bahan yang berpori atau yang berbentuk cair harus permiabel terhadap

    uap.

    4. Suhu sebagaimana yang teruku oleh termometer harus mencapai 1210C dan

    dipertahankan setingi itu selama 15 menit.

    Sterilisasi panas kering adalah sterilisasi yang dilakukan pada apa saja yang

    tidak rusak, menyala, hangus, atau menguap pada suhu selama sekurang-kurangnya 10

    menit. Contohnya mensterilkan alat-alat pecah belah (pipet, tabung reaksi, jarum suntik

    dan bahan-bahan yang tidak tembus uap seperti gliserin, minyak, vaselin dan bahan-

    bahan berupa bubuk. Bahan-bahan yang disterilkan harus dilindungi dengan cara

    dibungkus, menyumbat dan menaruhnya dalam suatu wadah tertutup untuk mencegah

    kontaminasi setelah dikeluakan dari oven. Pipet misalnya disterilkan dalam bumbung

    pipet.

    Bahan-bahan yang menjadi rusak bila disterilkan pada suhu tinggi, dapat

    disterilkan pada suhu kamar secara kimiawi (menggunakan gas atau radiasi) misalnya

    mensterilkanbahan-bahan dari plastic dan dengan menyaring misalnya larutan atau

    suspensi (serum, larutan bikarbonat, enzim, toksin bakteri media sintetik terdentu dan

    antibiotika). Sterilisasi kimiawi dilakukan pada suhu kamar selama 2 sampai 18 jam.

    Beberapa baban kimia yang dapat digunaka untuk sterilisasi gas ialah etilen okside,

    asam parasetat, formaldehide, dan glutaraldehide alkalin.

    Sterilisasi dengan radiasi dapat diakukan dengan sinar gamma.

    Alat dan Bahan

    bahan dan peralatan yang akan disterilkan

    sterilisator uap portable

    Prosedur Kerja

    1. Tuangkan air suling secukupnya ke dalam tubuh sterilisator (jumlah tertera pada

    buku alat yang bersangkutan).

    2. Tatalah labu atau tabung-tabung berisi media di dalam wadah aluminium bagian

    dalam sedemikian sehingga tersedia ruangan untuk bergeraknya uap air secara

    bebas diantara labu-labu atau tabung-tabung selama sterilisas, kemudian

    letakkan dalam sterilisator. 26

  • 3. Letkkn tutup sterilisator pada tubuh sterilisator dengan cara mempertemukan

    tanda-tanda panah penunjuk dan memasukkan tabung pengeluaran gas ke dalam

    saluran pengarah pada dinding bagian dalam wadah aluminium dan kencangkan

    murnya.

    4. Buklah pengatur klep pengaman, kemudian pasanglah pemanasnya.

    5. Bila uap air mulai keluar dengan keras (mendidih) tutuplah klep pengaman.

    Maka tekanan di dalam sterilisator pun akan naik dan dapat dibaca pada alat

    pengukur tekarnan.

    6. Sterilkan media yang akan digunakaa dengan cara tekanan 1 atm selama 15-20

    menit. Untuk media seperti susu litmus, kaldu fermentasi dan gelatin nutrien

    diperlukan suhu lebih rendah 1000C-1150C pada tekanan 0,5-0.7 atm selama 15-

    20 menit.

    7. Pada akhir proses matikanlah pemanasan, dan tungguah sampai tekanan

    kembali nol.

    8. Bila alat tolok tekanan telah menunjuk pada angka nol dan suhu telah turun

    sampai jauh di bawah 1000C, bukalah pengatur klep pengaman dengan cara

    meluruskanmra untuk mengeluarkan sisa uap yang tertinggal di dalam.

    Kendurkan mur lepaskan baut-bautnya, pytar tutupnya dan angkatlah.

    9. Bila anda selesai menggunakan alat sterilisator, buanglah sisa air didalamnya

    dan keringkan semua bagiannya.

    Perhatian : Pada waktu mencuci tutupnya, jagalah agar alat tekanan tidak

    tercelup air. Jangan sekali-kali menuangkan air yang dingin sekali koe dalam

    sterilisator yang masih panas.

    10.3. Teknik Pemindahan Biakan Mikroba Secara Aseptik

    Tujuan

    Menguasai teknik pemindahan bakteri dari satu wadah ke wadah yang lain secara

    aseptik.

    Teori Singkat

    Mikroorganisme luar yang tidak dikehendaki dapat masuk ke dalam biakan

    murni melalui kontak langsung dengan permukaan atau tangan anda yang tercemar,

    tersentuhnya media atau permukaan tabung bagian dalam oleh benda yang belum

    disterilkan ataupun melalui aliran udara. Dengan teknik aseptik dapat mencegah

    tercemarnya biakan murni sekaligus akan dapat pula melindungi anda dari infeksi diri

    dan melindungi orang-orang di sekeliling anda dari pencemaran di laboratorium.

    Biakan murni adalah biakan yang hanya terdiri dari satu spesies tunggal. Maka

    dengan. melakukan teknik aseptik secara baik maka yang akan tumbuh dalam biakan

    hasil pemindahan hanyalah organisme yang diinginkan (yang dipindahkan). dengan

    perkataan lain tidak tercemar.

    27

  • Alat dan Bahan

    rak tabung

    2 tabung reaksi kosong bersumbat

    1 agar miring nutrient agar (NA)

    3 tabung nutrient broth (NB)

    biakan agar miring Serratia marcescens

    lup inokulasi

    Presedur Kerja

    1. Siapkan lup inokulasi.

    2. Peganglah kedua tabung nutrien broth (NB steril di tangan kiri anda) Tandaiah

    tabung-tabung ini NB1 dan NB2.

    3. Pijarkan lup Inokulasi di atas bunsen sampai seluruh kawatnya pijar.

    Gerakkanah dengan ceaat lup tersebut ke arah bawah di atas api sehingga

    sebagian dari tangkainya tersebut yang berbatasan dengan jarum ikut terpanasi.

    Biasakanlah untuk mumulai memanaskan ujung lup di dalam kerucut api

    sebelah dalam yang berwarna lebih biru (lebih dingin daripada kerucut api

    sebelah luar yang berwarna lebih muda) selama 1-2 detik pertama untuk

    mencegah terjadinya "percikan". Biarkan lup mendingin selama lebih kurang

    30 detik sebelum dipakai, untuk mencegah matinya bakteri yang akan

    dipindahkan ataupun terjadinya percikan.

    4. Angkatlah sumbat kedua tabung satu demi satu. Mulailah dengan Sumbat

    tabung yang terdekat dengan tangan kanan Anda (dalam hal ini tabung 2)

    dengan melingkarkan jari kelingking tanpa membasahi sumbat tabung.

    5. Angkatlah sumbat tabung yang lain (tabung l) dengan cara serupa namun

    Dengan jari manis.

    6. Panaskan mulut kedua tabung yang tidak tersumbat tersebut dengan cara

    melalukannya bolak balik dua kali di atas api. Jagalah agar sudut kemiringan

    tabung tidak melebihi 450 bila tidak tersumbat.

    7. Inokulasikan sejumlah kecil bakteri dari tabung 2 ke dalam tabung 1.

    8. Panaskan kembali mulut kedua tabung tersebut seperti cara ke-6.

    9. Kembalikan sumbat tabung satu persatu dimulai dengan tabung yang terdekat

    dengan tangan kanan Anda (yaitu tabung 2).

    10. Pijarkan kembali lup untuk mematikan sisa bakteri yang masih melekat

    padanya.

    11. Ulangi pemindahan aseptik ini untuk memindahkan sejumlah kecil bakteri S.

    Marcescens (dari biakan agar miring yang disediakan) ke dalam tabung

    berisikan kaldu nutrien steril. Tandailah tabung ini NB3.

    12. Ulangi pemindahan aseptik untuk memindahkan sejumlah kecil bakteri S.

    Marcescens ke dalam tabung berisikan agar miring NA steril. Cara

    menglsolasikan agar miring, dimulai dengan meletakkan lup yang mengandung

    biakan pada dasar kemiringan agar lalu ditarik ke atas dengran gerakan zig-zag.

    28

  • 13. Kembalikanlah semua tabung dan lup inokulasi ke rak tabung.

    14. Berilah etiket pada semua tabung Anda yang batru saja diinokulasikan (lihat

    contoh) dan letakkanlah tabung-tabuag tersebut di tempat-tempat yang telah

    disediakan untuk diinkubasikan pada suhu 300C selama 48 jam.

    Contoh penulisan etiket :

    15. Bila Anda melakukan teknik pemindahan tersebut dengan baik maka tabung

    tabung akan tampak keruh sedangkan NBI dan NB2 harus tetap jernih, pada

    agar miring NA akan tampak koloni berwarna merah dan seragam tidak

    tercemar oleh koloni lain. Tunjukkanlah hasi anda pada asisten yang bertugas

    untuk dinilai.

    10.4. Isolasi Bakteri Dari Suatu Campran

    Tujuan

    Mempelajari cara-cara nengisolasi bakteri dari suatu campuran dengan teknik cawan

    gores dan cawan tuang.

    Teori Singkat

    Di alam amat jarang dijumpai mikroba sebagai satu spesies tunggal umumnya terdapat

    dalam populasi campuran. Sedangkan semua metode mikrobioogis yang digunakan

    unuk nenelaah atau mengidentifikasi mikroorganisme, temasuk penelaahan ciri-ciri

    kultural, morfologis, fisiologs, maupun serologis, memerlukan suatu populasi yang

    terdiri dari satu macam mikroorganisme saja atau disebut biakan murni (yaitu biakan

    yang sel-selnya berasal dari pembelahan salu sel tunggal).

    Ada beberapa metode unluk memperoleh biakan murni dari suatu biakan

    campuran. Metode yang paling umum digunakan adalah teknik cawan gores dan cawan

    tuang. Kedua metode ini menggunakan prinsip yang sama yaitu mengencerkan

    mikrooganisme sedemikian sehinga individu spesies dapat dipisahkan dari lainnya,

    dengan anggapan bahwa setiap koloni terpisah yang tampak pada cawan petri setelah

    inkubasi berasal dari satu sel tunggal.

    Dalam kegiatan ini, Anda akan memisahkan tiga spesies bakteri yang berlainan

    dari suatu tabung berisi biakan campuran. Perbedaan utama antara ketiga spesies

    tersebut ialah wama koloninya: Serratia marcescens, berwarna merah, Micrococcus

    luteus berwarna kuning, dan Escherichia coli berwarna putih.

    29

    300c IVAN 6/5/96

    Serratia marcescens

    Aseptis Kegiatan3 NA

  • Metode Cawan Gores

    Metode ini mempunyai dua keuntungan yaitu: menghemat bahan dan waktu.

    Dua macam kesalahan yang umum dilakukan oleh mahasiswa yang baru

    mempelajari mikrobiologi ialah: (1) tidak memanfaatkan permukaan medium dengan

    sebaik-baiknya untuk digores sehingg pengenceran mikroorganisme menjadi kurang

    lanjut, (2) cenderung untuk menggunakan inokulum terlalu banyak sehingga

    menyulitkan pemisahan sel-sel yang digoreskan. Bila anda menggunakan teknik

    menggores yang baik maka pada suatu arena tertentu pada permukaan medium yang

    digores, sel-sel bakkeri akan terpisahkan satu dari yang lainnya. Se-sel tunggal yang

    terpisahkan seperti ini disebut sel induk. Pada waktu inkubasi setiap sel induk berbagi

    diri dengan membelah biner (reproduksi aseksual) dalam waktu 20-30 menit menjadi

    dua sel anak, pada 20-30 menit berikutnya setiap sel anak membagi diri lagi sehingga

    kini terdapat 4 sel anak. Sel-sel baru itu terus berbagi diri dalam eksponensial menjadi

    bermilyar-milyar sel anak yang saling bertumpukan di atas dan disampingnya

    membentuk satu koloni. Bila setelah masa inkubnsi koloni-koloni tersebut saling

    terpisahkan cukup jauh sehingga tidak bersentuhan,maka diperoleh koloni murni. Satu

    koloni murni terdiri dari bermilyar-milyar koloni anak, karena kebanyakan bakteri

    setelah masa inkubasi selama 24 jam, satu koloni dapat terdiri dari 50-72 generasi sel

    yang timbul dari satu se iduk tunggal. Dengan demikian dikatakan bahwa pertumbuhan

    bakteri sesungguhnya merupakan pertumbuhan jumlah sel dan bukan ukuran sel. Pada

    metode cawan gores ini, ada beberapa cara menggoreskan inokulum pada permukaan

    medium agar, dalam kegiatan ini akan menggunakan

    metode penggoresan kuadran.

    Alat dan Bahan

    1 suspensi Serratia marcescens, Escherichia coli, dan Micrococcus luteus.

    2 cawan nutrienn agar (NA, agar nutrien)

    lup inokulasi

    jarum pindah

    3 agar miring NA

    Prosedur Kerja

    1. Tuliskan nama anda, nomor kegiatan, dan tanggal pada tutup cawan petri Anda.

    2. Baliklah cawan petri Anda dan dengan menggunakan pinsil lilin atau spido,

    bagilah seluruh area cawan menjadi empat yaitu sektor 0 (lebih kecil daripada

    sector-sektor lainnya)adalah tempat anda mula-mula meletakkan inokulum

    dengan lup inokulasi, sector I adalah tempat meletakan inokulum pengenceran

    pertama, sektor II merupakan usaha pengenceren kedua. dan sektor III

    merupakan usaha pengencean terakhir.

    3. Goreskanlah biakan campuran yang disediakan pada cawan petri Anda sebagai

    berikut :

    Letakkan cawan petri Anda di meja dengan tutupnya terletak di sebelah atas

    30

  • dan sektor 0 di sebelah kiri anda (ubah posisi ini 1800 bila Anda kidal)

    Kocoklah tabung berisi biakan campuran dengan gerakan ke samping (bakteri

    cenderung mengendap di dasar tabung bila dibiarkan agak lama) sehingga

    suspensi tampak rata). Jagalah agar sumbatnya tidak terbasahi.

    Dengan menggunakan lup inokulasi, pindahkan secara aseptic satu lup penuh

    biakan campuran bakteri pada sector 0 dan goreskanlah lup anda tanpa

    ditekan bolak balik beberapakali di area permukaan agar. Lingkungan

    pada ujung lup anda harus terletak datar dan horizontal mungkin terhadap

    permukaan agar. Bila biakan campuran tersedia dalam media agar padat,

    jagalah agar jumlah inoculum yang anda pindahkan tidak terlalu banyak

    cukup menyentuh lup anda saja pada biakan yang akan digores.

    Pijarkan lup anda dan biarkan mendingin. Suhu lup dapat diperiksa dengan

    cara menyentuhkan pada bagian permukaan agar bagian tepi yang belum

    diinokulasi. Bila mendesis artinya lup tersebut masih panas. Pemijaran

    lup mematiakn sel-sel yang tersisa padanya dan dengan demikian

    membantu pengenceran jumlah sel.

    Goreskan lup Anda ke sektor 0 disusul gerakan ke tpi luar sektor I, lalu

    kembali ke sektor 0 dan seterusnya, bolak-balik sebanyak 2-3 kali. Kemudian

    selesaikan penggoresan tersebut di sektor I tanpa menyentuh lagi sektor 0

    sampai sektor I penuh terisi goresan yang tidak bertumpang tindih.

    Putarlah cawan petri sehingga sektor I terletak di sebelah kiri Anda.

    Ulangi langkah 3e untuk mengencerkan biakan dari sektor I ke sektor II.

    Putarlah cawan petri Anda sehingga sektor II terletak di sebelah kiri Anda.

    Ulangi langkah 3e untuk mengencerkan biakan dari sektor II ke sektor III.

    Perhatian : jangan lupa memijarkan kembali lup Anda setiap kali Anda berpindah

    sektor.

    Lakukan penggoresan yang sama (langkah 3a-3i) dengan menggunakan biakan

    campuran yang sama pada cawan petri kedua.

    Letakkan cawan-cawan petri Anda dalam posisi terbalik daam keranjang yang

    telah disediakan untuk diinkubasikan pada suhu 300C selama 48 jam.

    Metode Cawan Tuang

    Adalah cara untuk memperoleh koloni murni dari populasi koloni campuran

    mikroorganisme dengan pengenceran specimen dalam medium agar yang telah

    dicairkan dan didinginkan (500) yang kemudian dicawankan. Karena konsentrasi sel-

    sel mikroba di dalam spesimen pada umumnya tidak diketahui sebelumnya, maka

    pengenceran perlu dilakukan beberapa tahap sehinggra sekurag-kurangnya satu di

    antara cawan-cawan tersebut mengandung koloni-koloni terpisah di atas permukaan

    ataupun di dalam agar.

    Metode ini memboroskan bahan dan waktu tetapi tidak memerlukan ketrampilan

    yang terlampau tinggi.

    31

  • Alat dan Bahan

    Suspense campuran Serratia mercescens, Escherichia coli, dan Micrococcus

    luteus.

    3 cawan petri steril

    3 tabung nutrien agar yang suhunya telah diinkubasikan dalam penangas air

    bersuhu 500C

    Lup inokulasi

    Prosedur Kerja

    1. Tuliskan nama anda, kelompok praktikum, nomor kegiatan dan tanggsl pada

    permukaan luar dasar cawan petri Anda.

    2. Beri cawan-cawan petri tersebut nomor 1, 2 dan 3

    3. Ambillah 3 tabung agar nutria dari penangas air, keringkan bagian luar dengan

    kain penyeka, berilah nomor 1, 2 dan 3, lalu letakan dalam rak tabung.

    4. Kocoklah tabung berisi suspensi biakan campuran dengan gerakan kesamping

    sehingga kekeruhannya tampak rata. Hati-hati jangan sampai sumbatnya

    terbasahi.

    5. Pijarkan lup inokulasi dan dengan menggunakan teknik aseptik pindahkan dua

    lup penuh suspensi biakan campuran ke dalam tabung NA no. l. Campurkan

    inokulum tersebut sampai dengan cara metmutarkan tabung tersebut di antara

    ke dua telapak tangan (jangan dikocok untuk menghindari timbulnya

    gelembnng-gelembung udara).

    6. Dengan cara yang sama pindahkan dua lup penuh biakan dari tabung no. I ke

    dalam tabung no 2. Campurkan pula hingga rata seperti pada langkah 5.

    7. Dengan cara yang sama pindahkan dua lup penuh biakan dari tabung no. 2 ke

    dalam no. 3. Campurkan pula hingga rata seperti langkah 5.

    8. Secata aseptik luangkan agar dari tabung yang bernomor I, 2, dan 3 masing-

    masing ke dalam cawan-cawan petri yang bernomo l, 2, dan 3. Biarkan agar

    tersebut menjadi padat.

    9. Letakkan cawan-cawan petri tersebut dalam posisi terbalik di dalam kerenjang

    yang telah disediakan untuk diinkubasikan pada suhu 300C selama 48 jam.

    10.5. Teknik Biakan Penyuburan

    Tujuan

    Mempelajari beberapa cara untuk menyediakan kondisi pembiakan yang

    memungkinkan diisolasinya suatu spesies tertentu yang dikehendaki dari suatu

    populasi campuran.

    32

  • Teori Singkat

    Untuk memperoleh spesies tertentu yang diminati dan jumlahnya amat sedikit, sangat

    sulit jika hanya menggunakan teknik-teknik rutin seperti metode cawan gores atau

    cawan tusng. Maka untuk itu dapat digunakan teknik penyuburan untuk memperbesar

    kemungkinan terisolasinya organisme tersebut. Teknik ini pada hakekatnya suatu

    lingkungan, yaitu komposisi medium atau kondisi fisik yang bersifat seleklif terhadap

    spesies yang dikehendaki. Dalam kegiatan ini Anda akan mengisolasi dua jenis bakteri

    yaitu bakteri koliform tinja dari air limbah dan khamir fermentatif dari sari buah.

    1. Koliform Tinja

    Organisme ini sesungguhnya penghuni usus manusia dan hewan. Bakteri Escherechia

    Coli biasanya digunakan sebaaia indikator pencemaran persediaan air oleh Tinja. Ada

    dua macam medium yang sangat selektif untuk mengisolasi koliform tinja yaitu :

    (1) lauryl tryptose broth (LTB), betsifat selektif karena menghambat pertumbuhan

    bakteri Gram positif dan mendorong pertumbuhan bakteri Gram negatif yang dapat

    menggunakkan lactose. (2) mediun agar eosin methylene blue (EMB), bersifat selektif

    dan diferensial. Selektif terhadap orgenisme Gram negatif karena zat warna yang

    terkandung di dalamnya melancarkan efek bakteriostatik terhadap bakteri Gram positif.

    Dan diferensial karena dapat membedakan antara bakteri peragi laktose (yaitu bakteri

    Gram negatif akan mengambil sebagian dari zat warna yang terkandung di dalam

    sehingga koloninya akan tampak ungu atau gelap di bagian tengahnya dan tidak

    berwarna dibagian tepinya) dan bakteri yang bukan peragi lactose.

    Koloni bakteri dari genus Escherichia dan Enterobakter seringkali menampilkan warna

    hijau logam sedangkan koloni organisme yang tidak dapat menfermentasi laktose

    tampak tidak berwarna.

    Alat dan Bahan

    contoh air selokan

    pipet 1 ml

    tabung Durham berisi lauryl tryptose broth (LTB)

    cawan agar eosin methylene blue (EMB)

    lup inokulasi

    kaca obyek dan kaca tutup

    vaselin

    seperangkat pewarna Gram

    kertas serap

    mikroskop majemuk, minyak celup dan kertas lensa

    Prosedur Kerja

    1. Inokulasikan 0,5 ml air selokan ke dalam tabung Durham berisi LTB.

    Inkubasikan pada suhu 440C selama 24-48 jam.

    2. Bila terlihat adanya pembentukan gas, kocoklah balak-balik biakan tersebut dan

    secara aseptic goreskanlah satu lup penuh biakan pada cawan agar EMB

    33

  • dengan menggunakan metode kuadran. Inkubasikan cawan tersebut dalam

    posisi terbalik pada suhu 370C selama 48 jam.

    3. Amatilah cawan Anda dan pilihlah sebuah koloni yang terpisah baik vang

    menampakkan kilauan logam pada permukaannya, Lakukanlah pewarnaan

    Gram terhadap olesan yang dibuat dari koloni tersebut.

    Perhatian: lakukan langkah ini secara aseptik sehingga koloni tersebut tidak

    tercemar.

    4. Bila preparat Gram Anda menunjukkan organisme Gram negatif berbetuk

    batang secara aseptik inokulasikan koloni yang sama pada cawan tadi ke dalam

    tabung Durham berisi medium LTB. Inkubasikan pada suhu 440C selama 24-48

    jam.

    5. Bila pada tabung tersebut terlihat adanva pembentukan gas, secara aseptic

    goreskanlah satu lup penuh biakan tersebut pada cawan EMB. Inkubasikan pada

    posisi terbalik pada suhu 440C selama 48 jam.

    6. Serahkanlah pada asisten Anda. biakan murni dalaim cawan EMB dan preparat

    Gram. Disamping itu tunjukkanlah pula preparat basah Anda di bawah

    mikroskop agar dapat diperiksa dan dinilai oleh asisten Anda.

    II. Khamir Fermentatif

    Cendawan jenis ini paling banyak ditemukan pada buah-buahan dan hasil

    fermentasinya yang bersifat asam.

    Alat dan Bahan

    nenas untuk diambil sarinya

    tabung reaksi

    paraffin

    lup inokulasi

    kaca obyek beserta kaca tutup

    vaselin

    Cawan agar dekstrose yang telah diasamkan dengan 0,15% asam tartarat

    tabung Durham berisi nutrien broth (NB;kaldu nutrien) + 2% dekstrose

    seperangkat pewarna gram

    kertas serap

    mikroskop majemuk minyak celup dan kertas lensa.

    Prosedur kerja

    1. Hancurkan nenas, ambil sarinya sebanyak 10 ml, masukkan ke dalam tabung

    reaksi dan segel dengan parafin, lalu inkubasikan pada suhu kamar selama

    beberapa hari.

    2. Bila terlihat adanya pembentukan gas dalam tabung tersebut, ambillah sedikit

    sampel dari dasar tbung untuk membuat lekapan basah dan amatilah ada

    tidaknya sel-sel khamir di bawah mikroskop.

    34

  • 3. Bila teramati adanya sel-sel khamir pada siapan basah Anda, maka goreskanlah

    satu lup penuh cairan sari buah tersebut (juga diambil dari dasar tabung) dengan

    metode kuadran pada cawan agar dekstrose yang telah diasamkan dengan asam

    tartarat. Inkubasikan cawan Anda dengatl posisi terbalik pada suhu kamar

    selama 48 jam.

    4. Amatilah cawan Anda. Koloni khamir akan tampak bundar dengan tepian licin

    dan permukaan seperti berlendir. Pilihlah dua koloni semacam itu yang terpisah

    baik dan masing-masing inokulasikan pada tabung Durham berisi kaldu nutrien

    + 2% Dekstrose. Inkubasikan pada suhu kamar selama 48 jam.

    5. Amati tabung Durham Anda. Bila Anda melihat pembentukan gas, buatlah lagi

    siapan basah dan amati apakah Anda memiliki sel-sel yang tampak seragam.

    Bila demikian maka goreslah lagi satu cawan berisi medium baru yang

    menunjukkan bahwa koloni-koloni khamir Anda memang hanya terdiri dari

    satu macam (gunakan inokulum dari salah satu tabung Durham, pilih yang

    terbaik).

    6. Serahkan pada asisten Anda. biakan murni dalam agar cawan, biakan dalam

    tabung Durham dan preparat Gram. Disamping itu tunjukkanlah pula preparat

    basah Anda di bawah mikroskop agar dapat diperiksa dan dinilai oleh asisten

    Anda.

    35

  • HASIL PENGAMATAN

  • Kegiatan 11

    Kuantitasi Mikroba : Hitungan Cawan

    Tujuan

    Melatih Anda melakukan pengenceran serial dan menentukan konsentrasi suspensi

    bakteri dengan metode hitungan cawan.

    Teori Singkat

    Dasar metode hitungan cawan dengan anggapan bahwa setiap sel yang dapat

    hidup akan berkembang menjadi satu koloni. Jadi jumlah koloni yang muncul pada

    cawan merupakan suatu indeks bagi jumlah organisme yang dapat hidup yang

    terkandung daam sampel. Cawan yang dipilih untuk penghitungan koloni adalah yang

    mengandung antara 30-300 koloni. Untuk memperoleh sekurng-kurangnya satu cawan

    yang mengandung koloni dalam jumlah yang memenuhi syarat maka harus dilakukan

    sederetan pengenceran dan pencawanan. Organisme yang terdapat daam sampel asal

    ditentukan dengan mengalikan jumlah koloni yang terbentuk dengan faktor

    pengenceran pada cawan yang bersangkutan.

    Dalam kegiatan ini Anda akan mencoba dua macam prosedur hitungan cawan

    yaitu :

    1. metode penyebaran

    2. metode penuangan

    Alat dan Bahan

    biakan Escherichia coli dalam nutrien broth (NB,kaldu nutrien)

    botol blanko pengencer @ 99 ml

    botol blanko pengencer @ 90 ml

    pipet 1ml yang steril

    pipet 0,1 ml yang steril

    batang kaca penyebar

    alkohol 95% daam gelas piala

    cawan nutrient agar (NA, agar nutrient)

    tabung masing-masing berisi 12 ml NA cair bersuhu 500C

    cawan petri kosong steril

    alat penghitung koloni Quebec

    penghitung mekanis

    Prosedur Kerja

    Metode Penyebaran

    1. Siapkanlah pengenceran serial :

    Siapkan keempat botol berisis blanko pengencer dan susunlah berderet (botol

    36

  • pertama,kedua, dan keempat masing-masing berisi 99 ml larutan pengencer,

    sedangkan botol ketiga berisi 90 ml larutan pengencer). Tuliskan pada dinding-

    dinding botol tersebut sesuai dengan urutannya, 1:100, 1:10.000, 1:100.000,

    1:1.000.000

    Catatan : blanko pengencer ialah tabung atau botol berisi sejumlah tertentu

    cairan pengencer steril (biasanya larutan garam fisiologis) dengan

    sumbat ulir atau sumbat karet yang rapat. Tabung biasanya berisi 9 atau 9,9 ml

    sedangkan botol berisi 90 atau 99 ml.

    Kocoklah suspensi bakteri E. coli baik-baik sampai kekeruhannya rata. Lalu

    secara aseptik pipetlah 1 ml sampel dan masukkan ke dalam blanko pengencer

    1:100. Letakkan pipet dalam wadah berisi disinfektan. Dengan siku tangan anda

    di atas meja, kocoklah tabung tersebut 25 kali, setiap kalinya melintasi jarak

    kurang lebih 30 cm, sehingga bakteri tersebar rata di dalam larutan pengencer.

    Setiap kali sebelum pengocokan periksalah terlebih dahulu apakah sumbat telah

    terpasang rapat.

    Secara aseptik pipetlah 1ml sampel dari botol pengencer 1:100 dan masukkan

    ke dalam blanko pengencer 1:10.000. Letakkan pipet dalam wadah yang

    disediakan dan kocoklah tabung pengenceran ini seperti di atas.

    Secara aseptik pipetlah 10 ml sampel dari tabung pengencer 1:10.000 dan ke

    dalam blanko pengencer 1:100.000. Letakkan pipet dalam wadah yang

    disediakan dan kocoklah tabung pengencer ini seperti di atas.

    Secara ascptik pipetlah 1 ml sampel dari tabung pengencer 1:10.000 dan

    masukkan ke dalam blanko pengencer 1:1.000.000. Letakkn pipet dalam

    wadah yang disediakan dan kocoklah tabung pcngencer ini seperti diatas.

    2. Pada masing-masing permukaan luar dasar keempat cawan petri berisikan agar

    itu tuliskanlah l:200.000, 1:1.000.000, 1:2.000.000 dan 1:10.000.000.

    3. Secara aseptik, lakukanlah pemindahan sampel dari botol pengencer l:1.

    000.000 ke dalam cawan-cawan agar nutrien sebagai berikut :

    Dengan pipet 1 ml yang steril pindahkanlah 0,5 ml sampel ke dalam cawan

    berfuliskan 1:2.000.000.

    Dengan pipet 1 ml yang steril, pindahkanlah 0,1 ml sampel ke dalam cawan

    Letakkan pipet dalam wadah yang disediakan.

    4. Sterilkan batang kaca penyebar dengran cara mencelupkannya ke dalam gelas

    piala berisi alkohol 95%, lalu bakarlah di atas api. Setelah alko

of 89/89
PENUNTUN PRAKTIKUM MIKROBIOLOGI DASAR Disusun oleh : Dra. Hj. Dewi Rusmiati Dra. Hj. Sulistianingsih, M. Kes Dr. Tiana Milanda, M.Si. Sri Agung Fitri Kusuma, M.Si. Tina Rostinawati, M.Si. Dr. Med. Melisa Intan Barliana UNIVERSITAS PADJADJARAN FAKULTAS FARMASI LABORATORIUM MIKROBIOLOGI JATINANGOR 2015
Embed Size (px)
Recommended