ITS Undergraduate 13278 Paper

1

PENGARUH BREAKPOINT CHLORINATION (BPC) TERHADAP JUMLAH BAKTERIKOLIFORM DARI LIMBAH CAIR RUMAH SAKIT UMUM DAERAH SIDOARJO

Muhammad Burhan RosyidiPembimbing : Dr. rer. nat. Maya Shovitri, M.Si, Ir. Sri Nurhatika, MP.

Jurusan BiologiFakultas Matematika Dan Ilmu Pengetahuan Alam

Institut Teknologi Sepuluh NopemberSurabaya 2010

AbstrakRSUD Sidoarjo merupakan salah satu rumah sakit yang melakukan klorinasi untuk limbah

cairnya. Klorinasi adalah pembubuhan klor aktif untuk membunuh mikroorganisme. Salah satukelemahan klorinasi adalah terbentuknya senyawa organohalogen yang bersifat karsinogenik danmutagenik. Sehingga penentuan Breakpoint clorination (BPC) adalah penting. Tujuan penelitian adalahuntuk menentukan nilai BPC dengan titrasi iodometri dan menghitung jumlah bakteri koliform denganmetode Most Probable Number (MPN) pada masa inkubasi 0 menit, 15 menit, 30 menit, dan 45 menit.

Hasil menunjukkan rerata kandungan bahan organik pada sampel adalah 39.79 ppm, sehinggakisaran konsentrasi klor aktif yang digunakan adalah 30 ppm, 35 ppm, 40 ppm, 45 ppm, 50 ppm, 55 ppm,60 ppm, dan 65 ppm. Titik BPC terjadi pada pembubuhan klor aktif 55 ppm dengan menghasilkan rerataresidu klor aktif 43 ppm. Rerata residu klor aktif tersebut mampu menurunkan bakteri koliform hingga100%, yaitu dari 1.6 x 105 sel/ 100 ml sampel menjadi 200 sel/ 100 ml sampel.

Kata kunci: limbah cair rumah sakit, klorinasi, breakpoint chlorination, total koliform

PENDAHULUAN1.1. Latar Belakang

Rumah sakit merupakan saranakesehatan, pelayanan medis dan non medis.Kegiatan rumah sakit menghasilkan limbah cair,padat dan gas yang berpotensi mengganggulingkungan sekitar. Gangguan tersebut dapatberupa pencemaran lingkungan, pencemaranmakanan dan minuman, serta penularan penyakityang mengakibatkan infeksi nosokomial (infeksikepada sesama pasien dan orang sehat baikpetugas maupun pengunjung rumah sakit)(Musadad, 2001). Salah satu limbah rumah sakityang dapat membahayakan kesehatanmasyarakat adalah mikroorganisme patogen.Pengelolaan limbah rumah sakit merupakanbagian dari upaya penyehatan lingkungan yangbertujuan untuk melindungi masyarakat(Giyatmi. 2003).

Teknik pengolahan limbah cair di rumahsakit dapat dilakukan dengan cara teknikozonisasi, metode lumpur aktif dan teknikbiofilter aerob-anaerob. Teknik biofilter aerobanaerob yaitu teknik bioremediasi denganproses biologi yang memanfaatkan agen bakteripereduksi senyawa organik (Saefuddin, 2007).

Tahap akhir pada teknik biofilter aerob anaerobadalah klorinasi, yaitu proses pembubuhansenyawa klor ke dalam bak pengolah limbah.Salah satu rumah sakit yang menerapkan teknikbiofilter aerob-anaerob adalah RSUD Sidoarjo.

Klorinasi merupakan metode yangbanyak digunakan, karena klor efektif sebagaidesinfektan dan harganya terjangkau (Sururidkk., 2008). Klorinasi bertujuan untukmengurangi dan membunuh mikroorganismepatogen yang ada di dalam air limbah. Sumberklor yang biasa digunakan adalah kaporit[Ca(OCl)2]. Kaporit dapat membunuhmikroorganisme patogen, seperti Escherichiacoli, Legionella, Pneumophilia, Streptococcus,Facalis, Bacillus, Clostridium, Amoeba,Giardia, Cryptosporidium, dan Pseudomonas(Anonim. 2008).

Kaporit ketika dilarutkan dalam air akanberubah menjadi asam hipoklorit (HOCl) danion hipoklorit (OCl-) yang memiliki sifatdesinfektan. HOCl dan ion OCl- bersifat sangatreaktif terhadap berbagai komponen sel bakteri.Selanjutnya HOCl dan ion OCl- disebut sebagaiklor aktif. Klor mampu melakukan reaksihidrolisis dan deaminasi dengan berbagai

2

komponen kimia bakteri seperti peptidoglikan,lipid, dan protein yang dapat menimbulkankerusakan fisiologis dan mempengaruhimekanisme seluler (Berg, 1986). Klor aktif jugabereaksi kuat dengan lipid dan peptidogikanpada membran sel. Hal ini dapat mempengaruhiperbedaan konsentrasi yang sangat tinggi antaralingkungan ekstrasel dan lingkungan intrasel,yang berpotensi mengganggu tekanan osmotikdi dalam sel dan dapat mengancam terjadinyalisis/kehancuran sel. Baker (1926) dalampenelitiannya menjelaskan bahwa klormembunuh bakteri dengan mengikat proteinuntuk membentuk senyawa N-chloro (EPAa,1999).

HOCl mampu melakukan degradasioksidatif terhadap sitokrom, protein besi-sulfurdan nukleotida yang berpotensi menyebabkankerusakan membran sel bakteri (Venkobachar,Iyengar & Rao, 1977; Camper & McFeters,1979; Haas & Engelbrecht, 1980; Albrich,McCarthy & Hurst, 1981). Sehingga prosesrespirasi, transportasi glukosa dan adenosintrifosfat mengalami penurunan (Venkobachar,Iyengar & Rao, 1977; Camper & McFeters,1979; Haas & Engelbrecht, 1980). Klor jugadapat mengganggu metabolisme (Wyss, 1961)dan proses sintesis protein bakteri (Pereira et al.,1973), atau dengan memodifikasi basa purin danpirimidin yang mampu menyebabkan kecacatangenetis (Patton et al., 1972; Hoyano et al., 1973;Haas & Engelbrecht, 1980 dalam LeChevallier,2004). Klor aktif dapat melakukan inaktivasikerja enzim (dengan merubah ikatan kimia ataubahkan memutus ikatan kimia enzim),mengubah permeabilitas sel, dan merusak selDNA dan RNA. Selain itu, jika air limbahmengandung amoniak dan bahan organik, asamhipoklorit dan ion hipoklorit tersebut akanbereaksi dengan senyawa tersebut membentukkloramin dan komponen organik-klor (EPAb,1999).

Salah satu kelemahan desinfeksimenggunakan kaporit adalah terbentuknyasenyawa organohalogen seperti trihalomethan(THMs) dari senyawa organik berhalogen(CHCl) dalam air limbah dan klor.Trihalomentan merupakan senyawakarsinogenik dan mutagenik (Sururi, dkk. 2008).Ada korelasi positif antara konsentrasi kaporityang diaplikasikan dengan konsentrasiterbentuknya THMs. Semakin tinggi konsentrasikaporit, semakin tinggi pula konsenrsi THMsdilingkungan tersebut. Untuk mengantisipasipelepasan klor yang berlebih tersebut diperlukan

penentuan Breakpoint clorination (BPC) atautitik retak klorinasi.

BPC adalah konsentrasi klor aktif yangdibutuhkan untuk mengoksidasi bahan organik,bahan organik (amoniak) dan bahan lain yangdapat dioksidasi serta membunuhmikroorganisme jika masih ada sisa klor aktifpada konsentrasi tersebut.

1.2. Perumusan MasalahBerdasarkan hasil kerja praktek

(Rosyidi, 2009) diketahui bahwa aplikasi kaporitdi IPAL RSUD Sidoarjo belum dapatmenurunkan kandungan koliform sesuai standarbaku mutu limbah cair rumah sakit berdasarkansurat keputusan menteri lingkungan hidupnomor 58 tahun 1995. Limbah RSUD Sidoajoberasal dari buangan medis (kamar mayat,kamar pasien, ruang operasi, dan laboratorium)serta non-medis (dapur dan laundry). Penelitianini dilakukan untuk mengetahui :1. Berapakah efektivitas konsentrasi kaporit

sebagai desinfektan melalui uji residu klordengan penentuan BPC.

2. Berapakah jumlah MPN koliform setelahdilakukan desinfeksi hasil penentuankonsentrasi klor.

1.3. Batasan Masalah1. Air limbah berasal dari rumah sakit

Sidoarjo2. Konsentrasi kaporit berdasarkan nilai BPC3. Pengukuran baku mutu koliform dengan

MPN

1.4. Tujuan PenelitianTujuan penelitian adalah:

1. Menentukan nilai BPC melalui uji residukonsentrasi klor aktif.2. Mengukur MPN koliform setelah dilakukandesinfeksi dengan

klor aktif yang telah diuji BPC nya.

1.5. Manfaat PenelitianHasil penelitian diharapkan dapat

digunakan pihak rumah sakit khususnya RSUDSidoarjo dalam mengoptimalkan IPALkhususnya bak aerob-aerasi. Sehinggameningkatkan efisiensi kebutuhan kaporit padabak klorinasi dalam mengeliminasi bakterikoliform tanpa meninggalkan residu klor aktifyang berlebih.

3

TINJAUAN PUSTAKA2.1. Limbah Cair Rumah Sakit

Limbah cair rumah sakit adalah semualimbah cair yang berasal dari rumah sakit yangkemungkinan mengandung mikroorganisme,bahan kimia beracun dan radioaktif (DirektoratJenderal PPM & PLP, 1996). Besarnya jumlahlimbah cair yang dihasilkan oleh rumah sakitbersesuaian dengan konsumsi kebutuhan airsetiap hari yaitu rata-rata sekitar 400 sampai1.200 liter per hari pada setiap kamar (CCLINParis-Nord (1999) dalam Kumar, dkk., 2006).Sedangkan jumlah konsumsi air per individudalam satu hari rata-rata 100 liter (Gadelle, 1995dalam Emmanuel, dkk., 2002). Jumlah tersebutmampu menghasilkan limbah cair yang sangatbesar dan kaya akan mikroorganisme, logamberat, bahan kimia beracun, dan unsur radioaktifyang dapat berbahaya bagi keseimbanganekologi dan kesehatan publik (Kumar, dkk.,2006).

Limbah rumah sakit yang terdiri darisampah organik dan anorganik termasukmikroorganisme patogen didalamnya memilikiresiko yang serius terhadap kesehatan pekerja,masyarakat, dan lingkungan. Limbah cair yangdiolah di unit IPAL RSUD Sidoarjo merupakankumpulan sampah cair yang berasal darilaboratorium medis, laboratorium bahan kimia,ruang operasi, dapur, ruang jenazah, dan ruangpasien serta unit-unit lainnya yang menghasilkanlimbah cair (Ekhaise dan Omavwoya, 2008).

Bahan-bahan kimia yang digunakanrumah sakit mempunyai potensi sebagai sumberpolusi air. Bahan kimia tersebut mungkinmencemari sistem air perkotaan danmenyebabkan penyakit, bahkan terjadinyawabah dan penyakit seperti kolera (Rezaee,dkk., 2005). Satu dari permasalahan lingkunganutama yang disebabkan oleh limbah rumah sakitadalah pembuangan limbah cair ke dalam sistemperairan tanpa melalui pengolahan limbah(Kumar, dkk., 2006). Bahan-bahan kimia yangdigunakan oleh rumah sakit untuk menjalankanaktivitas perawatan medis dan penelitian medis,pada umumnya ditemukan pada limbah cair.Jika volum limbah cair yang dihasilkan dalamjumlah yang sangat besar, maka mampumemberikan kontribusi bagi pencemaranlingkungan (Emmanuel, dkk., 2002).

Pengujian tingkat toksisitas limbah cairrumah sakit dengan menggunakan Daphnia danbakteri Luminescent telah dilakukan oleh Leprat(1998); Jehannin (1999); dan Emmanuel, dkk.(2001), telah diketahui bahwa limbah cair rumahsakit memiliki tingkat toksisitas yang tinggi,

Pencemaran mungkin diakibatkan oleh paparankomponen organohalogen (OHCs) yangdihasilkan dari proses desinfeksi limbah cair.OHCs merupakan hasil dari reaksi oksidari-reduksi antara bahan organik dan desinfektan(klor). OHCs bersifat lipophilik, persistent dantoksik (Carey, dkk., 1998 dalam Kumar, dkk.,2006). Organohalogen terbentuk saat prosesklorinasi yang bertemu dengan air kaya bahanorganik/asam humic, hasilnya disebut denganchlorohumic/chlorohumus. Substansichlorohumus hampir sama dengan chloroligninyang dibentuk dari reaksi oksidasi dan klorinasidari lignin. Chlorohumus dan chloroligninbersama-sama membentuk organohalogen dalamair minum atau air mentah. Clorohumus/ligninyang bersifat hidrofilik, belum diketahuikemampuannya dalam bioakumulasi,Clorohumus/lignin diserap oleh tubuh manusiadari mengkonsumsi air minum (Salinoja-Salonen and Jokela, 1991 dalam Kumar, dkk.,2006).

2.2. Breakpoint Clorination (BPC)Desinfeksi merupakan salah satu proses

dalam pengolahan air minum maupun air limbahyang bertujuan untuk membunuhmikroorganisme patogen. Metode desinfeksiyang paling umum digunakan di Indonesiaadalah dengan menggunakan klor. Selain dapatmembasmi bakteri dan mikroorganisme sepertiamuba, ganggang, dan lain-lain, klor dapatmengoksidasi Fe 2+, Mn 2+ menjadi Fe3+, Mn3+,dan memecah molekul organis seperti warna.Selama proses tersebut kaporit direduksi sampaimenjadi klorida (Cl-) yang tidak mempunyaidaya desinfeksi (Nurdjannah dan Moesriati,2005). Kaporit cukup efektif sebagai desinfektandan terjangkau dari segi ekonomi. Waktudesinfeksi terhadap mikroorganisme pada prosesklorinasi dengan konsentrasi klor 1 ppm padapH = 7,5 dan suhu = 250 C tergantung jenismikroorganismenya (Tabel 2.1) (Anonim,2008). Tetapi menurut Sururi, dkk., (2008),desinfeksi dengan menggunakan klor berpotensimenghasilkan Trihalometan (THMs) yangdisebabkan oleh adanya reaksi antara senyawa-senyawa organik berhalogen dalam air bakudengan klor. Selain itu, ada dampak negatif laindari aplikasi klor terhadap kesehatan manusiaseperti tersaji pada Tabel 2.2 (The ChlorineInstitute. Inc. 1999).

Tabel 2.1.Waktu desinfeksi mikroorganismegolongan fekal melalui proses klorinasi pada airlimbah (Anonim, 2008).

4

JenisMikroorganisme pH Suhu

(0C)RentangWaktu

Bakteri E.coli 0157H7

7,5 25 < 1 menit

virus Hepatitis A 7,5 25 Sekitar 16menit

Giardia parasite 7,5 25 Sekitar 45menit

Cryptosporidium 7,5 25 Sekitar9.600 menit(6,7 hari)

Tabel 2.2 Dampak dari beberapa tingkat levelkonsentrasi klorin terhadap kesehatan manusia.

KonsentrasiKlor Dampak bagi Kesehatan

0.2 - 0.4 ppm Mengganggu indera pembaudalam beberapa waktu

1 - 3 ppm Iritasi membran mukosa,mampu ditoleransi kuranglebih satu jam

5 - 15 ppm Iritasi pada sistem pernafasan30 ppm Sakit dada, sulit bernapas,

muntah, dan batuk40 - 60 ppm Beracun, pneumonitis and

pulmonary edema430 ppm Letal lebih dari 30 menit1000 ppm Fatal dalam waktu beberapa

menit

Senyawa klor atau klorin yang berfungsisebagai biosida pengoksidasi dapat berasal darigas Cl2, atau dari garam-garam NaOCl danCa(OCl)2 (kaporit) (Lestari, dkk., 2008).Kaporit/ kalsium hipoklorit adalah senyawakimia bersifat korosif pada kadar tinggi, danpada kadar rendah biasanya digunakan sebagaipenjernih air (Alaert dan Sumestri, 1987).

BPC adalah konsentrasi klor aktif yangdibutuhkan untuk mengoksidasi bahan organik,bahan organik (amoniak) dan bahan lain yangdapat dioksidasi serta membunuhmikroorganisme jika masih ada sisa klor aktifpada konsentrasi tersebut. BPC akan diikutidengan pembentukan gas N2 akibat paparan kloraktif yang berlebih pada kloramin. Hal inimenyebabkan penurunan jumlah klor bebas danmasih ada residu klor aktif yang konsentrasinyadianggap perlu sebagai desinfektan. Dengan katalain, jumlah klor yang dibutuhkan untukmembunuh bakteri koliform (desinfektan)adalah jumlah residu klor aktif setelah tejadiBPC. (Alaert dan Sumestri, 1987 dan Brooks,

1999). Grafik klorinasi dengan breakpoint dapatdilihat pada gambar 2.1.

Gambar 2.1. Grafik Klorinasi denganBreakpoint.

(A) Oksidasi zat-zat pereduksi, (B) Kloraminterbentuk, (C) Gas N2 terbentuk, (D) Breakpoint,(E) Klor aktip = (HOCl-) + (OCl-) + (Cl2) +(NH2Cl) + (NHCl2), (F) Dosis klor untukpembasmian kuman (Alaert dan Sumestri,1987).

Berdasarkan gambar 2.1 ketika kaporitdibubuhkan ke dalam air limbah, klor bereaksidengan ion H+ dan radikal OH- pada air.

Cl2 + H2O HOCl + H+ + Cl-

(asam hipoklorit) (klorida)

Ca(OCl)2 + 2 H2O 2 HOCl + Ca (OH)2(kaporit)

HOCl + H2O H3O+ + OCl-

(ion hipoklorit)OCl- Cl- + O

Ion klorida (Cl-) merupakan ion yangtidak aktif, sedangkan Cl2, HOCl, dan OCldianggap sebagai bahan yang aktif. Asamhipoklorit (HOCl) yang tidak terurai adalah zatpembasmi yang paling efisien bagi bakteri(Lestari, dkk., 2008). Disamping itu, klor jugaakan bereaksi dengan berbagai senyawa kimiayang mampu dioksidasi seperti amoniak. Zatamoniak (NH3) dalam air akan bereaksi denganklor atau asam hipoklorit dan membentukmonokloramin, dikloramin, dan trikloramin(gambar 2.1 (B)).

NH3 + HOCl NH2Cl + H2O pH ≥7NH2Cl + HOCl NHCl2 + H2O ≤ pH ≤ 6NHCl2+ HOCl NCl3 + H2O pH ≤ 3

Apabila cukup banyak kandungan NH3dalam air limbah maka NH2Cl cukup stabil, dan

5

bila kelebihan klor, NH2Cl akan pecah danterbentuk gas N2.

2NH2Cl + HOCl ↔ N2 +3HCl + H2O)

Monokloramin terbentuk secara cepatdibandingkan dengan reaksi dikloramin dantrikloramin, sehingga waktu kontak menjadisangat penting. Potensi monokloraminteroksidasi sangat rendah dibandingkan denganklor, dan monokloramin bereaksi sangat lambatterhadap zat organik. Sehingga mampumereduksi jumlah THMs yang terbentuk(Spellman, 2003). Semua klor yang tersedia diair sebagai kloramin disebut klor tersedia terikat.│Cl2│+ │OCl-│+ │HOCl│disebut klor tersediabebas. Klor tersedia bebas ditambah klortersedia terikat disebut atau klor aktif dalamlarutan (Alaert dan Sumestri, 1987).

Produk asam hipoklorit (HOCl) danhipoklorit (OCl) adalah agen pembasmimikroorganisme. Klor yang dimasukkan kedalam air, pertama kali akan bereaksi dengansenyawa inorganik dan senyawa organik dankemudian berfungsi sebagai desinfektan(Spellman, 2003).

Asam hipoklorit (HOCl) memiliki sifatlebih reaktif dan merupakan desinfektan yangkuat dari pada OCl-. Klor mampu membunuhmikroorganisme patogen seperti virus danbakteri dengan cara memecah ikatan kimia padamolekulnya seperti merubah struktur ikatanenzim, bahkan merusak struktur kimia enzim.Ketika enzim pada mikroorganisme kontakdengan klorin, satu atau lebih dari atomhidrogen akan diganti oleh ion klor. Hal inidapat menyebabkan berubahnya ikatan kimiapada enzim tersebut atau bahkan memutusikatan kimia enzim, sehingga enzim padamikroorganisme tidak dapat berfungsi denganbaik dan sel atau bakteri akan mengalamikematian (Anonim, 2008).

2.3. Analisis Bakteri Koliform dengan MostProbable Number (MPN)

Bakteri Koliform merupakan suatukelompok bakteri heterogen, berbentuk batang,gram negatif, non motil atau motil, memilikiflagella peritrikus, berfimbria atau tidak,berkapsul atau tidak, tidak membentuk spora,aerobik dan anaerobik fakultatif yangmemfermentasi laktosa dengan menghasilkanasam dan gas dalam waktu 48 jam pada suhu35oC. Biasanya digunakan sebagaimikroorganisme indikator adanya pencemaran dibadan air. Bakteri koliform secara umum

memiliki sifat dapat tumbuh pada media agarsederhana, koloni sirkuler dengan diameter 1-3mm, sedikit cembung, permukaan koloni halus,tidak berwarna atau abu-abu dan jernih. Bakteriyang termasuk bakteri Koliform adalahCitrobacter, Klebsiela, Escherichia,Enterobacter, Hafnia, Serratia, dan yersinia(Mara dan Horan, 2003).

Koliform merupakan suatu grup bakteriyang digunakan sebagai indikator adanya polusikotoran dan kondisi yang tidak baik terhadap air.Bakteri-bakteri indikator sanitasi umumnyaadalah bakteri yang lazim terdapat dan hiduppada usus manusia. Jadi, adanya bakterikoliform pada air menunjukkan bahwa dalamsatu atau lebih tahap pengolahan air pernahmengalami kontak dengan feses yang berasaldari usus manusia dan oleh karenanya mungkinmengandung bakteri patogen lain yangberbahaya. Adanya bakteri koliform di dalamperairan menunjukkan kemungkinan adanyamikroba yang bersifat enteropatogenik dan atautoksigenik yang berbahaya bagi kesehatan(Anonim, 2003).

Bakteri koliform dibedakan menjadi 2jenis, yaitu fekal koliform dan non-fekalkoliform. Bakteri koliform jenis fekal adalahbakteri yang biasanya digunakan sebagaiindikator adanya pencemaran bakteri patogen.Penentuan koliform fekal menjadi indikatorpencemaran dikarenakan jumlah koloninyaberkorelasi positif dengan keberadaan bakteripatogen. Untuk mengetahui jumlah koliform didalam perairan digunakan metode MostProbable Number (MPN), yakni Pemeriksaankehadiran bakteri coliform dari air yangdilakukan berdasarkan penggunaan mediumkaldu laktosa yang ditempatkan di dalam tabungreaksi berisi tabung durham (tabung kecil yangletaknya terbalik, digunakan untuk menangkapgas yang terjadi akibat fermentasi laktosamenjadi asam dan gas) (Harley, 2002).Kehadiran bakteri coliform besar pengaruhnyaterhadap kehidupan manusia, terbukti dengankualitas air minum, secara bakteriologistingkatannya ditentukan oleh kehadiran bakteritersebut (Widjianti dan Ristiati, 2004).

Metode MPN merupakan salah satuteknik menghitung jumlah mikroorganisme permili bahan yang digunakan sebagai mediabiakan. Metode MPN pada dasarnya samadengan metode perhitungan cawan, tetapimenggunakan medium cair dalam tabung reaksi.Perhitungan didasarkan pada tabung yangpositif, yaitu tabung menunjukkan pertumbuhanmikroba setelah inkubasi pada suhu dan waktu

6

tertentu dan dapat diketahui dari gelembung gasyang dihasilkan pada tabung Durham (Waluyo,2004).

METODOLOGI PENELITIAN3.1. Waktu dan Tempat Penelitian

Penelitian dilakukan pada bulanDesember 2009 sampai Januari 2010.Pengambilan sampel air limbah dilakukan di bakindikator Instalasi Pengolahan Air Limbah(IPAL) Rumah Sakit Umum Daerah (RSUD)Kabupaten Sidoarjo. Uji sisa residu klordilakukan di laboratorium Kualitas LingkunganTeknik Lingkungan FTSP-ITS. Sedangkan ujijumlah MPN koliform dilakukan diLaboratorium Mikrobiologi jurusan BiologiFMIPA- ITS.

3.2. Alat, Bahan dan Cara KerjaDiagram alir langkah-langkah kerja dalampenelitian ini dapat dilihat pada Lampiran 1.

3.2.1. Pengambilan SampelSampel adalah limbah cair rumah sakit

dari bak indikator IPAL RSUD Sidoarjo yangmerupakan hasil pengolahan dari bak anaerobikdan aerobik (Lampiran 5). Sampel diambildengan cara menampung air limbah langsung kedalam botol steril gelap ukuran 500 ml sampaivolume botol penuh dan ditutup rapat (Alaertsdan Sumestri, 1987). Sampel dibawa kelaboratorium untuk dilakukan analisa kandunganbahan organik dan uji MPN koliform.

3.2.2. Penentuan Konsentrasi KaporitBerdasarkan Kandungan Bahan Organik

Konsentrasi kaporit pada perlakuanditentukan berdasarkan jumlah bahan organikyang terlarut dalam sampel. Kandungan bahanorganik dihitung berdasarkan metode titrasikalium permanganat menurut BadanStandarisasi Nasional (BSN) 2004 (Lampiran 7).

Sampel sebanyak 25 ml diencerkandengan 75 ml akuades di dalam erlenmeyer 300ml, kemudian ditambah dengan 2,5 ml asamsulfat (H2SO4) 4 N bebas organik dan 10 ml

larutan KMnO4 0.01 N hingga terjadi warnamerah muda, dididihkan selama 10 menit.Larutan selanjutnya ditambah 10 ml asamoksalat 0,1 N sehingga larutan menjadi tidakberwarna, kemudian larutan dititrasi denganKMnO4 0,01 N sampai perubahan warna yaitumunculnya warna merah pertama. VolumeKMnO4 yang dibutuhkan dicatat dan dilakukanpenghitungan kadar KMnO4 total denganmenggunakan persamaan di bawah ini.

Keterangan : (a) volume KMnO4 yangdibutuhkan (ml), (b) normalitas KMnO4, (c)normalitas asam oksalat, (d) volume sampelyang dipakai (ml) (BSN, 2004).

3.2.3. Uji Pengukuran Konsentrasi KlorAktif dalam Kaporit dengan Iodometri

Kaporit Ca(OCl)2 sebanyak 1 gramdilarutkan ke dalam akuades 1 liter. Larutankaporit diambil sebanyak 25 ml dan dimasukkanke dalam erlenmeyer 500 ml, Larutan kaporitditambahkan Kristal KI 1 gram dan 2,5 ml asamasetik glasial (CH3COOH), kemudian ditetesidengan indikator hingga muncul warna biru(pada umumnya sebanyak 3 tetes). Setelah itu,larutan kaporit dititrasi dengan Natrium tiosulfat(Na2S2O3) 0.0125 N hingga warna birumenghilang. Natrium tiosulfat yang dibutuhkandicatat dan dilakukan penghitungan kadar kloraktif (ppm).

OCl- / HOCl (ppm) = (1000/ ml.sampel) x mlNa.tiosulfat x N.Thio sulfat x BM Cl (35,45 )

3.2.4. Penentuan Dosis KaporitSetelah diketahui kadar klor akif di atas,

maka dapat dihitung volume larutan kaporityang dibubuhkan dalam perlakuan sampeldengan menggunakan persamaan di bawah ini(Lampiran 7).

N1 x V 1 = N2 x V2

Keterangan :N1 = konsentrasi kaporit berdasarkan kandungan

bahan organik (3.2.2)V1 = volume sampelN2 = konsentrasi klor aktif dalam kaporit (3.2.3)V2 = volume larutan kaporit yang dibubuhkan

(Alaerts dan Sumestri, 1987).

3.2.5. Pengukuran Sisa Klor AktifSampel sebanyak 200 ml dimasukkan ke

dalam erlenmeyer 500 ml dengan perlakuandosis kaporit 0, X1, X2, X3, X4, dan X5 ppm(sesuai hasil perhitungan sub.bab 3.2.4). Sampeldiinkubasi selama 15 menit, 20 menit, dan 30menit dengan pengamatan dilakukan secaradeskriptif. Setelah diinkubasi, sampel dilakukanuji sisa klor aktif dengan metode seperti pada ujipengukuran kadar klor dalam kaporit (3.2.3) dan

Kadar KMnO4 (ppm)(10 + a)b - (10 x c) x 31,6 x 1000

d=

7

dilakukan penghitungan dengan persamaan dibawah ini.

OCl- / HOCl (ppm) = (1000/ ml.sampel) x mlNa.tiosulfat x N Thio sulfat x BM Cl (35,45 )

Nilai kadar sisa klor aktif hasil perhitungandiatas akan digambar dalam bentuk grafik untukmenentukan titik Breakpoint chlorination(BPC).

3.2.6. Pengukuran pHPengukuran pH dilakukan dengan

menggunakan kertas indikator pH universal.Indikator universal merupakan gabungan darimetil jingga, metil merah, bromtimol biru danfenolftalein. kertas pH dicelupkan ke dalamlarutan yang akan ditentukan pH-nya, kemudiankertas pH akan mengalami perubahan warnasesuai dengan pH larutan dan dicocokkandengan warna yang tertera pada kemasanindikator universal (tabel panduan warna)(Anonimb, 2009).

3.2.7. Uji Kuantitatif Koliform (BSN, 2006)

Penyediaan InokulumInokulum berasal dari sampel uji.

Sampel uji berupa air limbah yang sudah diberiperlakuan kaporit. Sampel sebanyak 100 mldimasukkan ke dalam erlenmeyer 500 ml dandilakukan pengenceran bertingkat. Satu ml airsampel dimasukkan ke tabung reaksi yang berisi9 ml akuades steril dan divortex sampai larutanhomogen (pengenceran tahap 10-1). Daripengenceran 10-1 diambil 1 ml larutan dandimasukkan ke dalam tabung reaksi lain yangberisi 9 ml akuades steril dan dihomogenasi(pengenceran 10-2). Pengenceran ini terusdilakukan sampai pengenceran 10-4 (Lampiran 3)(Alaerts dan Sumestri, 1987).

Penyediaan Media FermentasiUji pendugaan koliform dilakukan

dengan menggunakan larutan kaldu laktosa.Larutan kaldu laktosa dibuat dengan melarutkan13 gram lactose broth ke dalam satu literakuades. Kemudian larutan diambil 9 ml dandituangkan ke dalam tabung fermentasi (tabungreaksi) yang di dalamnya terdapat tabungDurham dengan posisi terbalik, tanpagelembung udara di dalamnya. Tabung ditutupdengan kapas, kemudian disterilisasi denganmenggunakan diautoklaf selama 15 menit dalamsuhu 1210C.

Pada uji konfirmasi, dilakukan denganmenggunakan media Brilliant Green Lactose

Bile Broth BGLBB (BGLB) media BGLBBdibuat dengan melarutkan 40 gram BrilliantGreen Lactose Bile Broth ke dalam satu literakuades. Kemudian larutan diambil 9 ml dandituangkan ke dalam tabung fermentasi (tabungreaksi) yang di dalamnya terdapat tabungDurham dengan posisi terbalik tanpa gelembungudara di dalamnya. Tabung ditutup dengankapas, kemudian disterilisasi denganmenggunakan diautoklaf selama 15 menit dalamsuhu 1210C.

Uji Pendugaan Koliform (Presumptivecoliform)

Inokulum dengan pengenceran 10-2, 10-

3, dan 10-4 masing-masing diambil 1 ml denganmenggunakan pipet steril dan diinokulasikan kedalam media kaldu laktosa yang telah disiapkan.Masing-masing pengenceran lima tabung reaksi(Lampiran 3). Tabung reaksi divortex sampailarutan homogen. Disiapkan juga 1 tabungblanko yang berisi media dan tabung Durhamyang ditambah 1 ml akuades.Tabung reaksi yangberisi sampel (dan juga blanko) diinkubasi padasuhu 360C, selama 2x24 jam, denganpengamatan setiap 24 jam dan diamatigelembung (gas) yang tertangkap di dalamtabung Durham. Tabung yang mengandung gasakan dilanjutkan dengan tes penegasan.Sedangkan tabung yang tidak menghasilkan gasdibuang karena tidak mengandung bakterikoliform.

Uji Penegasan Koliform (confirmed colifom)Tabung yang menghasilkan gas pada

Koliform tes pendugaan diambil 2 tetes denganmenggunakan pipet steril, dan dimasukkan kedalam tabung reaksi yang berisi media BrilliantGreen Lactose Bile (BGLB) Broth yang telahdisiapkan. Tabung reaksi divortex sampailarutan homogen. Semua tabung dimasukkan kedalam inkubator (suhu 360C) selama 2x24 jam,kemudian dicatat jumlah tabung positif (tabungpisitif ditandai dengan kekeruhan danterbentuknya gas). Adanya gas pada tabungDurham memperkuat adanya bakteri koliform.

Jumlah tabung yang positif dicatat danditentukan nilai angka paling memungkinkan(Most Probable Number (MPN)) dari Koliform(Lampiran 2) untuk menentukan jumlah bakteriColifom pada sampel air, kemudian dihitungjumlah koloninya dengan persamaan di bawahini.

MPN /100 ml = nilai MPN x faktor pengenceran

(BSN, 2006)

8

3.3. Rancangan PenelitianPenelitian dilakukan secara deskriptif

kuantitatif dengan membandingkan nilaibreakpoint clorination (BPC) antara konsentrasiklor aktif dengan waktu kontak dan jumlahMPN koliform.

HASIL DAN PEMBAHASAN4.1. Kandungan Bahan Organik Air LimbahRSUD Sidoarjo

Rerata kandungan bahan organik padasampel air limbah RSUD Sidoarjo dari bakindikator (Lampiran 5) adalah 39.79 ppm (Tabel4.1). Menurut Anonim (2009) dan Warlina(2004) adanya bahan organik yang tinggi dalamair limbah menunjukan bahwa air tersebut telahtercemar oleh kotoran manusia, hewan atau olehsumber lain. Bahan organik merupakan senyawayang terdiri dari unsur karbon, hidrogen,oksigen, dan nitrogen (Sriyadi, 2004).Selanjutnya nilai kandungan bahan organik inidijadikan dasar dalam menentukan konsentrasiklor aktif yang terkandung dalam kaporit(Ca(OCl)2) yang akan dibubuhkan pada sampelair limbah RSUD Sidoarjo perlakuan pengujianBreakpoint Chlorination (BPC) (Lampiran 7).

Tabel 4.1. Rerata Kandungan Bahan Organikpada Sampel Air Limbah Rumah Sakit Sidoarjopada Bak Indikator.

Kandungan bahan organik pada sampeldiukur berdasarkan indikator kaliumpermanganat (KMnO4). Kalium permanganatmerupakan oksidator yang mengoksidasi bahanorganik, sehingga semakin tinggi nilai kaliumpermanganat yang digunakan semakin tinggipula kandungan bahan organik pada sampel.Bahan organik yang teroksidasi akanmelepaskan elektron dan elektron tersebut akanditangkap oleh MnO4

- dari kalium permanganat.Pelepasan dan penangkapan elektron darisenyawa-senyawa tersebut disebut reaksioksidasi-reduksi. Reaksi oksidasi-reduksitersebut serupa dengan reaksi antara kaliumpermanganat dengan toluen (C6H5CH3) sebagaibahan organik pada pembentukan asam benzoatseperti persamaan 8, 9 dan 10 (EPAb, 1999).

MnO4- + 8H+ + 5e- Mn2+ + 4H2O

C6H5CH3 + 2H2O C6H5COOH + 6H+ + 6e-

5C6H5CH3 + 6 MnO4- + 18H+ 5C6H5COOH +

6Mn2+

4.2. Penentuan Nilai Breakpoint Chlorination(BPC)

Berdasarkan rerata kandungan bahanorganik (39.79 ppm) dan hasil perhitungan padalampiran 7, maka konsentrasi klor aktif yangdibubuhkan pada penelitian ini adalah 30, 35,40, 45, 50, 55, 60, dan 65 ppm. Selainkonsentrasi klor aktif, waktu kontak suatudesinfektan penting untuk diperhatikan supayapenggunaan desinfektan dapat menjadi aman,efisien dan efektif (Rahayu, 2006). Konsentrasikaporit yang terlalu tinggi dan waktu kontakyang terlalu lama dapat menyebabkandesinfektan menjadi tidak praktis, mahal danberpotensi membentuk senyawa berbahayaseperti organohalogen. Sehingga pada penelitianini dilakukan pembandingan waktu kontak kloraktif 0 menit, 15 menit, 30 menit dan 45 menitseperti pada Gambar 4.1.

Gambar 4.1. Grafik Breakpoint Chlorination(BPC) dengan waktu kontak 0, 15, 30, dan 45menit dengan tiga kali pengamatan. Zona Iadalah reaksi klor mengoksidasi bahan organik,

Pengambilan Sampel

ke-

BahanOrganik

(ppm)

Rerata(ppm)

1 36.62 43.63 39.18

39.79

0 menit 15 menit

30 menit 45 menit

0 menit 15 menit

30 menit 45 menit

30

zona I zonaII

zonaIII

zona I zonaII

zonaIII

zona I Zona II

zonaIII

BPC

BPCBPC

0 menit 15 menit

45 menit30 menit

30

0 menit 15 menit

30 menit 45menit

9

anorganik dan amoniak membentuk kloramin;Zona II adalah reaksi klor mengoksidasimonokloramin membentuk gas nitrogen dandikloramin; Zone III adalah jumlah klor aktifsetelah BPC (Alaert dan Sumestri, 1987 danBrooks, 1999).

Pada waktu kontak 0 menit terlihat tidakditemukan titik BPC karena grafik berbentukgaris linier yang naik berdasarkan penambahanklor aktif (Gambar 4.1). Meskipun tidakterbentuk BPC, penurunan konsentrasi klor aktifmasih tetap terjadi. Misalkan pada pembubuhanklor aktif 50 ppm, terlihat sisa klor aktif menjadi39-42 ppm (Gambar 4.1). Rerata penurunan kloraktif yang terjadi pada waktu kontak 0 menitadalah sebesar 15,48% (Lampiran 8). Penurunankonsentrasi klor aktif terjadi karena sifat kloryang sangat aktif, dimana klor akan langsungbereaksi ketika dibubuhkan pada sampel.Namun demikian klor aktif tetap membutuhkanrentang waktu kontak tertentu untuk bereaksisecara optimal dengan bahan organik, bahananorganik dan mikroorganisme yang terkandungdalam sampel. Berdasarkan rekomendasi WorldHealth Organization (WHO) kondisi efektifwaktu desinfektan adalah 30 menit dengan sisaresidu klor aktif 0.5 ppm (Hend Galal-Gorchev,1996).

Selanjutnya dari tiga kali pengamatan,waktu kontak 15 menit menghasilkan grafikBPC yang tidak lagi berbentuk linier (Gambar4.1). Pada waktu kontak tersebut, grafik BPCdapat dibagi menjadi tiga zona, yakni zona I,zona II dan zona III. Pada zona I grafikmenunjukkan garis linier naik. Zona I adalahzona terbentuknya kloramin (monokloramin).Lestari dkk., (2008) menyebutkan bahwa klorbebas yang berupa HOCl dan ion OCl- aktifmengoksidasi senyawa organik maupunanorganik. Amoniak adalah salah satu senyawaanorganik yang terlarut dalam sampel yangketika bereaksi dengan klor aktif dapatmembentuk senyawa monokloramin (NH2Cl)(Reaksi 4).

Sisa klor aktif yang terdeteksi melaluititrasi iodometri adalah klor bebas (HOCl danion OCl-) dan klor terikat (kloramin). Padakisaran pH ≥ 7 klor aktif cenderung berikatandengan amoniak membentuk monokloramin(NH2Cl) (Brooks, 1999). Pada penelitian ini pHsampel pada pembubuhan klor aktif 30 hingga50 ppm terukur berkisar 7 < pH < 8 setelahpembubuhan kaporit. Sehingga berdasarkanpenelitian Brooks (1999) maka kloramin yangterbentuk pada zona I adalah monokloramin.

Pada pembubuhan klor aktif 30 ppmsampai dengan 50 ppm, rerata penurunan kloraktif adalah sebesar 8% (Lampiran 8).Prosentase penurunan klor aktif ini lebih kecildibandingkan pada waktu kontak 0 menit,karena pada waktu kontak 15 menit terbentukmonokloramin. Monokloramin merupakan salahsatu bentuk klor terikat yang bersifat aktif danmemiliki daya desinfektan walau tidak sekuatklor bebas HOCl dan ion OCl- (Brooks, 1999).

Apabila kandungan bahan organik danamoniak dalam sampel telah habis teroksidasi,sedangkan klor aktif dibubuhkan terus-menerus,maka monokloramin yang terbentuk pada zona Iakan teroksidasi lebih lanjut oleh klor aktif danmembentuk gas nitrogen (Reaksi 7). Haltersebut juga terdeteksi dalam penelitian ini,yaitu setelah menunjukkan titik puncaknya padakonsentrasi 50 ppm, kemudian padapembubuhan klor aktif 55 ppm terjadipenurunan konsentrasi sisa klor aktif yangdrastis (Gambar 4.1, zona II) akibatterbentuknya gas nitrogen yang hilang ke udara(atmosfer).

Zona II adalah zona pembentukan gasnitrogen, dikloramin, dan HCl (Reaksi 7),terbentuknya HCl menyebabkan penurunan pHpada sampel. Pembubuhan klor aktif 55 ppmmenyebabkan pH sampel menjadi berkisar 6 ≤pH < 8. Pada kisaran pH < 7,5 (Black andVeatch dkk., 2010 dan Brooks, 1999) dan 4 ≤pH ≤ 6 (Alaert dan Sumestri, 1987)monokloramin akan bereaksi dengan klor bebasmembentuk dikloramin (Reaksi 5). Sisa kloraktif pada pembubuhan konsentrasi klor aktif 50ppm adalah ± 4,7% dan pada konsentrasi 55ppm adalah ± 21,4%, maka dapat diasumsikanbahwa konsentrasi monokloramin yang diubahmenjadi gas nitrogen adalah sebesar ± 16,72%.

Berdasarkan reaksi 7, monokloraminpada zona II akan habis bereaksi dengan klorbebas menjadi gas nitrogen dan dikloramin,sehingga apabila konsentrasi klor aktifdilanjutkan menjadi 60 ppm sampai 65 ppm,tidak akan lagi terjadi penguraian klor terikatmonokloramin menjadi gas nitrogen. Hal inimenyebabkan konsentrasi klor bebas dalamsampel terakumulasi, dan menyebabkankenaikan kembali grafik. Titik balik inilahdisebut sebagai titik retak klorinasi ataubreakpoint chlorination (BPC) (Gambar 4.1).Zona III adalah zona yang terbentuk setelahBCP. Dengan demikian titik BPC padapemaparan waktu 15 menit terjadi padakonsentrasi kaporit 55 ppm.

10

Waktu kontak 30 dan 45 menitmenunjukkan indikasi yang tidak berbedadengan waktu kontak 15 menit, yakni grafikBPC terbagi atas 3 zona dengan titik BPCdidapatkan pada konsentrasi klor aktif 55 ppm.Rerata residu klor aktif pada titik BPC darimasing-masing waktu kontak adalah 43 ppm(Lampiran 8). Hal ini menunjukkan bahwawaktu inkubasi tidak berpengaruh nyataterhadap titik BPC dan residu klor aktif.Aplikasi klorinasi di IPAL RSUD Sidoarjodilakukan setiap 15 menit dengan konsentrasiklor aktif sebesar 5 ppm untuk limbah cairsebanyak 1-2 m3. Aplikasi lapangan tersebutdapat menghasilkan residu klor aktif sebesar2.66 ppm. Nilai residu aplikasi IPAL RSUDSidoarjo ternyata lebih rendah 93%dibandingkan dengan residu aplikasi pada titikBPC.

Residu klor aktif dari penelitian inikemudian diujikan pada sampel limbah cairRSUD Sidoarjo untuk melihat kemampuan dayadesinfeksi terhadap bakteri koliform. Sumestri(1987) dan Brooks (1999) menyebutkan bahwaklor aktif setelah melalui kurva BPC adalahjumlah klor aktif yang berfungsi sebagaidesinfektan. Mengingat tingginya residu kloraktif dari aplikasi BPC dan aplikasi klor aktif diIPAL RSUD Sidoarjo ternyata hanya 5 ppm,kemudian klor aktif sebesar 10, 15, 20 dan 25ppm diujikan pengaruhnya terhadap keberadaanbakteri koliform selama 30 menit masa inkubasi.Berdasarkan uji pendahuluan dosis klor aktif 5,10, 15, 20, dan 25 ppm belum membentuk titikBPC (Lampiran 4).

4.3. Hasil Pengujian MPN Bakteri KoliformRerata residu klor aktif 43 ppm yang

diperoleh dari pembubuhan klor aktif 55 ppmakan diuji daya disinfeksinya terhadap bakterikoliform. Tabel 4.2 menunjukkan kemampuantersebut. Kontrol merupakan media laktosa yangberisi sampel air limbah tanpa pembubuhan kloraktif. Pada kontrol semua tabung fermentasimenunjukkan hasil positif mengandung bakterikoliform sebanyak ≥ 1.6 x 105 sel/100 ml (Tabel4.2). Sedangkan pada pembubuhan klor aktif 55ppm dengan waktu kontak 15, 30, dan 45 menitmenunjukkan hasil negatif koliform, walaupunberdasarkan tabel MPN (Lampiran 2) masihterdapat bakteri koliform sebanyak 2 x 102 sel /100 ml. Jika dibandingkan dengan kontrol, makaperlakuan dapat menurunkan jumlah bakterikoliform sebesar 100%. Hal ini menunjukkanbahwa pembubuhan klor aktif 55 ppm mampumenginaktivasi bakteri koliform pada sampel air

limbah. Menurut Environmental ProtectionAgency (EPAb) (1999) klor aktif berupa HOCldan ion OCl- memiliki sifat sangat reaktifterhadap berbagai komponen sel bakteri. Kloraktif dapat menginaktivasi kerja enzim denganmerubah ikatan kimia atau bahkan memutusikatan kimia enzim, mengubah permeabilitas sel,dan merusak sel DNA dan RNA bakteri.

Menurut Unus Suriawiria (1995) bakterikoliform merupakan suatu kelompok bakteriaerobik dan anaerobik fakultatif yangmemfermentasikan laktosa denganmenghasilkan asam, gas hidrogen dan gas CO2dalam waktu 48 jam pada suhu 35oC. Karenasifat tersebut, maka uji pendugaan keberadaankoliform dilakukan dengan menggunakan mediaLactose Broth (LB). Uji pendugaan dinyatakanpositif jika ditandai dengan terbentuknya gasdalam tabung Durham dan perubahan mediabening menjadi keruh. Kekeruhan pada mediamenunjukkan terbentuknya asam (Widjianti danRistiati, 2004).

11

Tabel 4.2. Nilai MPN koliform pada pemaparan klor aktif di titik BPC 55 ppm pada waktu kontak 15, 30dan 45 menit.

Keterangan :P = pengenceran+/+ = positif gas dan positif keruh (positif koliform).- /+ = negatif gas dan positif keruh (negatif koliform).-/- = negatif gas dan negatif keruh (negatif koliform).(-/-) = negatif gas dan negatif keruh, tetapi terdapat biofilm mikroorganisme.

12

Pada uji MPN koliform Tabel 4.2, terlihatbeberapa tabung fermentasi membentuk lendirbiofilm mikroorganisme pada permukaan dan dasarmedia (Gambar 4.2). Menurut Kelly (2002) beberapabakteri mampu menghasilkan bahan gelatenous yangdikenal sebagai eksopolisakarida (EPS). EPSmerupakan bahan pembentuk biofilm. Biofilm dapatmembantu mikrooganisme menempel padapermukaan lingkungan dan secara fisik melindungimereka dari paparan disinfektan berbahaya ataukondisi lingkungan yang merugikan. Biofilm bisamemiliki ukuran lebih dari 100 kali massa sel bakteri.Pada umumnya bakteri pembentuk biofilm tidakberbahaya, tetapi ada kemungkinan bakteri patogenmenempel pada biofilm dan terlindung darilingkungan yang tidak menguntungkan. Kumpulanbakteri yang membentuk biofilm diketahui memilikikemampuan 3.000 kali lebih tahan terhadap klorbebas, dibandingkan jika pada populasi bebas.

Gambar 4.2. Adanya lendir biofilm bakteri non-koliform yang ditunjukkan oleh tanda panah.

Berdasarkan hasil uji pendugaan bakterikoliform yang menunjukkan hasil negatif dan hasilisolasi pada media NA, bakteri pembentuk lendirbiofilm mikroorganisme tersebut diduga bukanbakteri koliform. Koloni bakteri tersebut berbentukirregular, filamentous dan rhizoid (Gambar 4.3A).Sedangkan koloni bakteri E.coli berbentuk circular(Harley, 2002), Secara mikroskopis ukuran selbakteri pembentuk lendir biofilm berbentuk batangpanjang dan berantai (streptobasil) (Gambar 4.3B),sedangkan sel bakteri E.coli berbentuk batang pendekdengan ukuran panjang 2.0-6.0 mikrometer dan lebar1.1-1.5 mikrometer (Buchanan dan Gibbons, 1975).

Dari Tabel 4.3 terlihat bahwa pembubuhanklor aktif di bawah 55 ppm menunjukkan hasilnegatif koliform. Meskipun pada uji pendugaanditemukan beberapa tabung fermentasi positifkoliform, namun ketika dilakukan uji lanjutan denganmenggunakan media Brilliant Green Lactose BileBroth (BGLBB) diketahui bahwa bakteri tersebutnegatif bakteri koliform (Tabel 4.4). Hal ini didugaselain bakteri koliform juga terdapat bakteri lain yangdapat memfermentasi laktosa seperti bakteri asamlaktat (Setiawan, 2004).

Gambar 4.3. Bentuk sel bakteri pembentuklendir biofilm secara makroskopis (A) danmikroskopis (B), pada pembubuhan klor aktif 10 ppm(10A1), 15 ppm (15B1), 25 ppm (25B1), dan 55 ppm(55A3). Ukuran koloni dan sel bakteri tidak dalamskala yang sesungguhnya, karena gambar sudahmengalami pembesaran digital secara otomatis.

Uji lanjutan pada pengujian koliformmenggunakan medium BGLBB yang spesifikterhadap bakteri kolifom. Medium ini mengandungox bile dan bile salt. Ox bile digunakan sebagaipenghambat pertumbuhan bakteri non-koliform.Sedangkan Bile salt merupakan komponen yanghanya terdapat di dalam pencernaan manusia danhewan berdarah panas lainnya (Cappuccino danSherman 1987).

Dari uji ini dapat dibuktikan bahwa aplikasiklor aktif di bawah BPC yaitu 10-25 ppm telahmampu menurunkan jumlah bakteri koliform menjadi200 sel/100 ml sampel. Aplikasi klor aktif tersebutsudah mampu menurunkan jumlah MPN koliformsesuai dengan baku mutu limbah cair rumah sakit.Baku mutu limbah cair rumah sakit (Lampiran 6)menyebutkan jumlah maksimum jumlah bakterikoliform dari limbah cair rumah sakit adalah 10.000sel/ 100 ml sampel.

13

Tabel 4.3. Nilai MPN koliform pada uji pendugaan lactose broth (LB) dengan pembubuhan klor aktif 10, 15, 20, 25,dan 55 ppm pada waktu kontak 30 menit.

Keterangan :P = Pengenceran+/+ = positif gas dan positif keruh (positif koliform).- /+ = negatif gas dan positif keruh (negatif koliform).(-/-) = negatif koliform positif lendir biofilm mikroorganisme.-/- = negatif koliform negatif lendir biofilm mikroorganisme.

14

Tabel 4.4 Nilai MPN koliform pada uji lanjutan Brilliant Green Lactose Bile Broth (BGLBB) dengan pembubuhanklor aktif 10, 15, 20, 25, dan 55 ppm pada waktu kontak 30 menit.

Keterangan :P = Pengenceran+/+ = positif gas dan positif keruh (positif koliform).- /+ = negatif gas dan positif keruh (negatif koliform).(-/-) = negatif koliform positif lendir biofilm mikroorganisme.-/- = negatif koliform negatif lendir biofilm mikroorganisme.

31

15

Tabel 4.3 dan Tabel 4.4 mendukung hasilpenelitian Anonim (2008) dalam The ChlorineInstitute (1999) yang menyebutkan bakteri E.colidapat diinaktivasi oleh 1 ppm klor aktif dalam waktukurang dari 1 menit. E.coli merupakan salah satubakteri koliform. Walaupun Kep.Men.LH tahun 1995tentang baku mutu limbah cair rumah sakit tidakmenjelaskan batas residu klor aktif yang bolehdilepas ke lingkungan, berdasarkan penelitian inikonsentrasi klor aktif pada titik BPC 55 ppm belumbisa diaplikasikan ke lapangan, karena menghasilkanresidu klor aktif yang cukup tinggi (43 ppm).

Tingginya aplikasi dosis klor aktif padapenelitian ini diduga karena tingginya bahan organikdan anorganik yang terlarut dalam sampel. Semakintinggi kandungan bahan organik dan anorganik,semakin tinggi pula kebutuhan dosis klor aktif untukmengoksidasi bahan organik dan anorganik tersebut.Untuk mengurangi aplikasi pembubuhan klor aktif,maka perlu perlakuan yang dapat menurunkankandungan bahan organik pada sampel. Karena bahanorganik pada sampel RSUD Sidoarjo merupakanhasil dari proses pengolahan air limbah di bakaerobik-aerasi, maka peningkatan efektivitas prosesdi bak tersebut diharapkan dapat menurunkankandungan bahan organik yang akan masuk ke bakindikator. Beberapa cara untuk meningkatkanefektifitas tersebut adalah memperpanjang masapenyimpanan dan memperluas bidang kontak airlimbah dengan dinding bak (Said dan Wahyono,1999). Kedua cara tersebut dapat memberikan waktuyang cukup bagi mikroba untuk mengokisadasi zat-zat organik dan menurunkan konsentrasi bahanorganik dalam sampel. Semakin rendah kandunganbahan organik, maka semakin sedikit pula aplikasipembubuhan klor aktif. Hal ini dapat mengefisiensibiaya penggunaan kaporit, dan juga mengurangikemungkinan terbentuknya senyawa organohalogen(THMs) di lingkungan. Sehingga diharapkankonsentrasi klor aktif pada titik BPC tidak melebihikebutuhan klor aktif sebagai desinfektan.

PENUTUP5.1. Kesimpulan

Berdasarkan penelitian yang telahdilakukan dapat disimpulkan bahwa:1. Rerata kandungan bahan organik pada

sampel air limbah RSUD Sidoarjo adalah39.79 ppm. Nilai BPC pada pembubuhanklor aktif berdasarkan konsentrasi bahanorganik tersebut adalah 55 ppm.

2. Pembubuhan klor aktif pada titik BPC 55ppm menghasilkan rerata residu klor aktif43 ppm. Rerata residu klor aktif tersebutmampu menurunkan bakteri koliformhingga 100%, yaitu dari 1.6 x 105 sel/ 100ml sampel menjadi 200 sel/ 100 ml sampel.

5.2. Saran1. Mengingat tingginya residu klor aktif yang

dihasilkan dari aplikasi klor aktif pada titikBPC (55 ppm), maka perlu optimalisasiproses oksidasi bahan organik di bak aerob-aerasi pada IPAL RSUD Sidoarjo.

2. Karena masih terdapat mikroorganisme yangresisten terhadap desinfektan kaporit, makaperlu adanya penelitian lebih lanjutmengenai jenis mikroorganisme yangmemiliki kemampuan tahan terhadapdesinfektan kaporit pada air limbah rumahsakit.

3. Dengan memperhatikan fungsi klorinasisebagai desinfektan dan hasil ujiperbandingan, maka aplikasi klor aktifsebaiknya sebesar 10 ppm dalam waktu 15menit. Karena konsentrasi klor aktif 10 ppmsudah dapat menurunkan bakteri koliformsebesar 100%, sedangkan 15 menitmerupakan aplikasi waktu lapangan yangdilakukan IPAL RSUD Sidoarjo.

DAFTAR PUSTAKAAnonim, 2003. Environmental Fact sheet :

Fecal Coliform as an IndicatorOrganism. New Hempshire departementof environmental Service. Concord. NewHempshire.Diakses dari http://www.des.nh.gov.Pada tanggal 12 Mei 2010.

Anonim, 2008. Water treatment & airpurification Holding.Diakses darihttp://lenntech.com/Disinfectants/Chlorine. Pada tanggal 2 Agustus 2009.

Anonim. 2009. Pencemaran Air. BadanPengelolaan Lingkungan hidup(BPLHD). Jawa barat.

Anonimb. 2009. Larutan Asam basa.Diakses dari http://www.nuklir.co.nr/chemistry. Pada tanggal 12Mei 2010.

Alaerts, G., dan Sumestri, S., 1987. MetodePenelitian Air. Usaha Nasional.Surabaya.

Cappucino, J.G. dan Sherman. 2002.Microbiology a Laboratory Manual6th. Person Education, Inc., Publishing asBenjamin Commings. San Francisco.

Badan Standarisasi Nasional, 2004. Air dan airlimbah-Bagian 22: Cara uji nilaiPermanganat secara Titrimetri. SNI06-6989.22-2004.

16

Badan Standarisasi Nasional, 2006. Cara ujimikrobiologi-Bagian 1: Penentuancoliform dan Escherichia coli padaproduk perikanan. SNI 01-2332.1-2006.

Black and Veatch, dkk. White's Handbook ofChlorination and AlternativeDisinfectants. Jhon Wiley and sons Inc.,Hooboken. New Jersey. Canada.

Brooks,A Matthew. 1999. BreakpointChlorination as an Alternate Means ofAmmonia-Nitrogen Removal at aWater Reclamation Plant.Environmental Sciences andEngineering. Northern Virginia Center.Virgina.

Buchanan, R.E dan Gibbons, N.E. 1975. BergeyManual of Determinative Bacteriology8th edition. Baltimore USA : TheWilliams & Wilkins Company.

Direktorat Jenderal PPM & PLP, Depkes. 1996.Pedoman Teknis Sanitasi(Penyehatan) Pengelolaan MakananDi Rumah Sakit. Jakarta.

Ekhaise, F.O., Omavwoya, B.P., 2008.“Influence of Hospital WastewaterDischarged from University of BeninTeaching Hospital (UBTH), Benin Cityon its Receiving Environment”.American-Eurasian J. Agric. &Environ. Science. Department ofMicrobiology, Faculty of Life Sciences,University of Benin. Nigeria.

Emmanuel, E., Blanchard, J.M., Keck, G.,Perrodin, Y., 2002. Effects of HospitalWastewater on Aquatic Ecosystem.XXVIII Congereso Interamericano deIngenieria Sanitaria y Ambiental.Cancun. Mexico.

EPAa. 1999. Combined Sewer OverflowTechnology Fact Sheet ChlorineDisinfection. United StatesEnvironmental ProtectionAgen.Wasington DC.

EPAb. 1999. Alternative Disinfectants andOxidants. Guidance ManualEnvironmental Protection Agen.Wasington DC.

Giyatmi (2003). Efektivitas PengolahanLimbah Cair Rumah Sakit DokterSardjito Yogyakarta terhadapPencemaran Radioaktif. Pasca SarjanaUniversitas Gadjah Mada. Yogyakarta.

Harley. 2002. Laboratory Exercises inMicrobiology 5th edition. The McGraw-Hill. New York.

Hend Galal- Gorchev. 1996. Disinfection ofDrinking Water and By-products ofHealth Concern. CEPIS Atikel. WHO.

Kelly A. Reynolds. 2002. Microbial Resistanceto Disinfectants. Water Conditioningand Purification Magazine. Arizona.Diakses dari http://www.wcponline.com. Pada tanggal 7Mei 2010.

Kumar, G.A., Kumar, S., Sabumon P.C., 2006.“Preliminary Study of Physico-ChemicalTreatment Options for HospitalWastewater”. Journal ofEnvironmental Management. VelloreInstitute of Technology. Vellore TamilNadu. India.

LecHevallier, Mark, W. 2004. WaterTreatment and Phatogen Control.IWA Publishing. Alliance House. WorldHealth Organitation.United Kingdom.

Lestari, D.E., Utomo, S.B., Sunarko, Virkyanov,2008. Pengaruh Penambahan BiosidaPengoksidasi Terhadap KandunganKlorin untuk PengendalianPertumbuhan Mikroorganisme padaAir Pendingin Sekunder RSG-GAS.Pusat Reaktor Serba Guna-BATAN.Kawasan Puspitek Serpong. Tangerang.Banten.

Mara, D., dan Horan, N., 2003. Handbook ofWater and Wastewater Microbiology.School of Civil Engineering, Universityof Leeds, UK.

Musadad.2001. Kajian Pengelolaan LimbahPadat Medis. Diakses darihttp://ekologi.litbang.depkes.go.id, Padatanggal 21 Nopember 2009.

Nurdjannah, S., dan Moesriati, A., 2005.Optimalisasi Pembubuhan Gas Klor diInstalasi Penjernih Ngagel II PDAMKota Surabaya. Prosiding SeminarNasional Manajemen Teknologi I.Program Studi Magister ManajemenTeknologi. Institut Teknologi SepuluhNopember. Surabaya.

Rahayu. 2006. Tindakan-tindakanPencegahan Penyakit. FakultasPertanian Peternakan UniversitasMuhammadiyah Malang. Malang.

Rezaee, A., Ansari, M., Khavanin, A., Sabzali,A., Aryan, M.M., 2005. “HospitalWastewater Treatment Using anIntegrated Anaerobic Aerobic Fixed FilmBioreactor”. American Journal ofEnvironmental Sciences. Department ofEnvironmental Health, Faculty of

17

Medical Sciences. Modares UniversityTehran. Iran.

Saefuddin, 2007. Instalasi Pengolah AirLimbah Bojongsoang. Program StudiIlmu Mikrobiologi. ITB. Bandung.

Said, Idaman N., dan Wahyono, Dwi H., 1999.Teknologi Pengolahan Air LimbahRumah Sakir dengan Teknik BiofilterAerob-anaerob. Direktorat TeknologiLingkungan. Deputi Bidang TeknologiInformasi, Energi, Material danLingkungan-BPPT. Jakarta.

Setiawan, B.T. 2004. Analisis Bakteri Coliformpada Makanan Olahan Kantin PusatInstitut Teknologi Sepuluh NopemberSurabaya. Prodi Biologi ITS. Surabaya

Spellman, F.R., 2003. Handbook of : Water andWastewater Treatment PlantOperations. Lewis Publishers. A CRCPress Company: New York. Washington,D.C.

Sriyadi, Djoko. 2004. Senyawa Karbon.Surakarta.

Supardi, 1999. Mikrobiologi dalamPengolahan dan Keamanan Pangan.Alumni : Bandung.

Suriawiria, U. 1995. Pengantar MikrobiologiUmum. Penerbit Angkasa. Bandung.

Sururi, R. M., Rachmawati, S.Dj., Sholichah,M.,. 2008. Perbandingan EfektifitasKlor dan Ozon sebagai Desinfektanpada Sampel Air dari Unit FiltrasiInstalasi PDAM Kota Bandung.Prosiding Seminar Nasional Sains danTeknologi-II 2008 Universitas Lampung.

The Chlorine Institute, Inc. 1999. Chlorine :Effect on Health and TheEnvironment. 3rd Edition-November.Arlington.

Waluyo, 2004. Mikrobiologi Umum.Universitas MuhammadiyahMalang.Malang.

Warlina, Lina. Pencemaran Air : Sumber,Dampak dan Penanggulangannya.Sekolah Pasca Sarjana Institut PertanianBogor. Bogor.

Widjianti, Ni Luh Putu M., dan Ristiati Ni Putu.2004. “Analisis Kualitatif BakteriKoliform Pada Depo Air Minum IsiUlang Di Kota Singaraja Bali”. JurnalEkologi Kesehatan Vol 3 No 1 : 64 –73.

Lampiran 1Skema Kerja

Pengambilan Sampel(Air Limbah Rumah Sakit)

Penentuan konsentrasi kaporitmelalui uji kandungan bahanorganik (titrimetri KMnO4)

Inkubasi 15 menit

Dosis kaporit(0, X1,X2,X3,X4,X5

Titrasi iodometri untuk menentukan sisa klor aktif

Grafik breakpoint chlorination (BPC)

Larutan kaporit

Kadar Kaporit

Iodometri (KI)

Kadar klor aktif

Pengukuran pH

MPN Coliform (Lampiran 2)

Dosis kaporit optimal berdasarkan grafik BPC

Inkubasi 30 menit Inkubasi 45 menit

Lampiran 2Tabel Index MPN Sistem Lima Tabung

Lampiran 3Metode Pengenceran Sistem Lima Tabung

Sampel 100ml

1 ml 1 ml 1 ml 1 ml

P0 P1 P2 P3 P49 ml 9 ml 9 ml 9 ml

1ml

1ml

1ml

1ml

1ml

T5

T4

T3

T2

T1

10-1 10-2 10-3 10-41 ml

+ 1

Blanko

Lampiran 4Kurva BPC Limbah Cair RSUD Sidoarjo pada Bak Indikator

Dosispembubuhan

klor aktif(ppm)

Residukloraktif

(ppm)

0 05 2.66

10 7.9815 11.5220 14.1825 18.6130 18.61

32.5 21.2735 25.7

37.5 26.640 35.45

42.5 32.7945 30.1350 28.3655 38.1165 39.8875 47.8685 59.3890 70.995 67.4

100 69.13

Kurva BPC Limbah Cair RSUD Sidoarjo Pada bak Indikator

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100

Klor Aktif (ppm)

Resi

du K

lor A

ktif

(ppm

)

dosis kloraktif (ppm)

Lampiran 5Skema Keseluruhan Proses IPAL RSUD Sidoarjo

1

2

3

4

5

6

7

8

Indeks1 = bak inlet (pengumpul

1)2 = bak anaerobik3 = bak aerob dan aerasi4 = bak pengumpul 25 = bak indikator6 = bak klorinasi7 = bak pengendapan8 = outlet

Lampiran 6Keputusan Menteri Negara Lingkungan HidupNo. 58 Tahun 1995 Tanggal 21 Desember 1995

Baku Mutu Limbah Cair Bagi Kegiatan Rumah Sakit

PARAMETER KADAR MAKSIMUMFISIKASuhu 300 CKIMIApH 6 – 7BOD 30 mg/LCOD 80 mg/LTSS 30 mg/LNH3 0,1 mg/LPO4 2 mg/LMIKROBIOLOGIKMPN-Kuman Golongan Koli/100ml

10.000

RADIOAKTIVITAS32P 7 x 102 Bq/L35S 2 x 103 Bq/L45Ca 3 x 102 Bq/L51Cr 7 x 104 Bq/L67Ga 1 x 103 Bq/L85Sr 4 x 103 Bq/L99Mo 7 x 103 Bq/L113Sn 3 x 103 Bq/L125I 1 x 104 Bq/L131I 7 x 104 Bq/L192Ir 1 x 104 Bq/L201TI 1 x 105 Bq/L

Lampiran 7Perhitungan Konsentrasi Klor Aktif dan Dosis Pembubuhan

Klor AktifA. Penentuan Konsentrasi Aktif dalam Larutan Kaporit

Penentuan konsentrasi klor aktif dalam larutan kaporitdilakukan dengan metode titrasi iodometri (Metodologi 3.2.3).Dengan dua kali perhitungan didapatkan hasil sebagai berikut.Volume titranyang dibutuhkan(tiosulfat) (a)

OCl-/HOCl:a x Normalitas Tiosulfat x BM.Cl

x 1000/v.sampel

Rerata(ppm)

0,8 ml0,8 x 0,1 x 35,45 x 1000/5 =567,2

0,8 ml0,8 x 0,1 x 35,45 x 1000/5 =567,2

567 ppm

B. Pengukuran Kandungan Bahan Organik pada Sampel AirLimbah

Pengukuran kandungan bahan organik terlarut dalam sampelair limbah dilakukan dengan metode titrasi permanganometri.Dengan tiga kali perhitungan didapatkan hasil sebagai berikut.

Sampelke-

(a)

Kadar KMnO4 = TOM (TotalOrganik Matter) (ppm) :

d

xxxcba 10006,311010 Rerata (ppm)

3 ml

2510006,311,01001,0310 xxx

= 37,91

2,8 ml

2510006,311,01001,08,210 xxx

36,6

39,79

= 5,39

3,7 ml

2510006,311,01001,07,310 xxx

= 6,772

3,2 ml

2510006,311,01001,02,310 xxx

= 40,45

43,6

3 ml

2510006,311,01001,0310 xxx

= 37,93

3,2 ml

2510006,311,01001,02,310 xxx

= 40,45

39,18

Keterangan : (a) volume titran KMnO4 yang dibutuhkan (ml), (b) normalitas KMnO4, (c) normalitas asam oksalat, (d) volume sampel yang dipakai (ml) (BSN, 2004).

C. Penentuan Dosis pembubuhan Klor Aktif

Penentuan dosis kaporit yang akan dibubuhkan dalam perlakuandihitung berdasarkan persamaan di bawah ini.

V1 x N1 = V2 x N2Keterangan : V1 = volume sampel yang digunakan (25 ml)

N1 = konsentrasi kaporit (klor) yang diinginkanberdasarkan kandungan bahan organik (ppm)

V2 = volume larutan kaporit yang di cari (x ml)N2 = konsentrasi klor aktif dalam larutan Kaporit

(567 ppm)

Diketahui kandungan bahan organik pada sampel adalah 39.79ppm, maka digunakan sebagai kisaran konsentrasi klor yangdiinginkan (N1)

Konsentrasi Klor(N1) (ppm)

Volume larutan Kaporit (V2) (ml)V2 = (V1 x N1)/N2

30 1.3235 1.5440 1.7645 1.9850 2.255 2.460 2.6465 2.86

Keterangan: volume larutan kaporit hasil perhitungan (V2)merupakan volume kaporit yang dibubuhkan dalam larutansampel untuk dihitung residu klor aktif melalui titrasi iodometri

Lampiran 8Penentuan Sisa Residu Klor Aktif

Penentuan sisa residu klor dihitung berdasarkan persamaan di bawah ini.Residu klor = (1000/a) x b x 0.0125 x 35.45

Keterangan : a = volume sampel yang digunakan (25 ml), b = volume hasil titrasi (ml)

Tabel 4.5 Sisa Residu Klor pada Penentuan Breakpoint Chlorination dengan Konsentrasi Klor dan WaktuPemaparan yang Berbeda